معلومة

التعامل مع الهيتروكروماتين أثناء تكرار الحمض النووي

التعامل مع الهيتروكروماتين أثناء تكرار الحمض النووي


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

الهيتروكروماتين موجود على طول الكروموسوم (حالة غير ملفوفة). مع التركيب عالي التكثيف المتعلق بالكروماتين الحقيقي ، لا يمكن لبوليميراز الحمض النووي الريبي الوصول إلى أزواج قاعدة الحمض النووي في الهيتروكروماتين وبدء النسخ.

سؤال: أثناء تكرار الحمض النووي ، يلزم أيضًا تكرار الهيتروكروماتين لأنها جزء من الكروموسوم. لذلك ، أود أن أسأل ما إذا كانت الإيزوميرات العليا نفسها قادرة على فك هذا الالتفاف الفائق أو أنزيمات / آليات أخرى تشارك في فك الهيتروكروماتين أثناء تكرار الحمض النووي.

(لدي هذا السؤال في ذهني لأنني لست متأكدًا مما إذا كان يمكن تطبيق نفس آلية فك اللف من توبويزوميراز على اللف الفائق المتشكل في الكروماتين المتغاير المكثف بالفعل مقارنة بـ euchromatin) شكرًا لك.


الحدود في الخليةوعلم الأحياء التنموي

انتماءات المحرر والمراجعين هي الأحدث التي يتم توفيرها في ملفات تعريف بحث Loop وقد لا تعكس موقفهم في وقت المراجعة.


  • تحميل المادة
    • تحميل PDF
    • ReadCube
    • EPUB
    • XML (NLM)
    • تكميلي
      مادة
    • ملاحظة ختامية
    • مدير المراجع
    • ملف TEXT بسيط
    • BibTex


    مشاركه فى

    خيارات الوصول

    احصل على الوصول الكامل إلى دفتر اليومية لمدة عام واحد

    جميع الأسعار أسعار صافي.
    سيتم إضافة ضريبة القيمة المضافة في وقت لاحق عند الخروج.
    سيتم الانتهاء من حساب الضريبة أثناء الخروج.

    احصل على وصول محدود أو كامل للمقالات على ReadCube.

    جميع الأسعار أسعار صافي.


    مراجع

    جيرود بانيس ، إم جيه وآخرون. هوية واحدة أو أكثر للتيلوميرات؟ أمام. اونكول. 3, 48 (2013).

    هيتز ، إي داس هيتروكروماتين دير موس. الجرحب. ويس. بوت. 69, 762–818 (1928).

    Nishibuchi ، G. & amp Déjardin ، J. الأساس الجزيئي لتنظيم تكرارات متكررة تحتوي على DNA في الثدييات. الدقة الكروموسوم. 25, 77–87 (2017).

    مولر ، هـ.ج.إعادة صنع الكروموسومات. شبكة التحصيل 13, 182–198 (1938).

    Gottschling، D. E.، Aparicio، O. M.، Billington، B. L. & amp Zakian، V. A. Position effect at S. cerevisiae التيلوميرات: قمع قابل للانعكاس لنسخ Pol II. زنزانة 63, 751–762 (1990). تكشف هذه الورقة أن القرب من التيلوميرات يمكن أن يتسبب في قمع التعبير الجيني.

    جاسر ، S. M. & amp Cockell ، M. M. البيولوجيا الجزيئية لبروتينات SIR. الجين 279, 1–16 (2001).

    Maillet ، L. et al. دليل على إسكات الأجزاء داخل نواة الخميرة: دور لقرب التيلومير وتركيز بروتين السير في القمع بوساطة كاتم الصوت. تطوير الجينات. 10, 1796–1811 (1996).

    بالادينو ، إف وآخرون. بروتينات SIR3 و SIR4 مطلوبة لتحديد موضع وسلامة تيلوميرات الخميرة. زنزانة 75, 543–555 (1993).

    Gauchier، M. et al. يحفز الهيتروكروماتين المعتمد على SETDB1 الإطالة البديلة للتيلوميرات. علوم. حال. 5، eaav3673 (2019).

    كوبيليس ، إم دي وآخرون. السمات اللاجينية للتيلوميرات البشرية. الدقة الأحماض النووية. 46, 2347–2355 (2018).

    Jain، D.، Hebden، A. K.، Nakamura، T.M، Miller، K.M & amp Cooper، J.P HAATI الناجون من استبدال التيلوميرات الكنسية بكتل من الهيتروكروماتين العام. طبيعة سجية 467, 223–227 (2010). تقدم هذه الورقة دليلاً على أن الخميرة الانشطارية تستخدم كتل غير متجانسة اللون لاستبدال التيلوميرات وتوفير حماية نهائية في حالة عدم وجود التيلوميراز.

    Fanti، L.، Giovinazzo، G.، Berloco، M. & amp Pimpinelli، S. يمنع بروتين الهيتروكروماتين 1 اندماج التيلومير في ذبابة الفاكهة. مول. زنزانة 2, 527–538 (1998).

    Zhao ، P. A. ، Rivera-Mulia ، J.C & amp Gilbert ، D. M. تكرار الحمض النووي. التقدم في الطب التجريبي وعلم الأحياء المجلد. 1042 (Eds Masai، H. & amp Foiani، M.) الفصل. 6 (سبرينغر ، 2017).

    Cooper، J.P، Nimmo، E.R، Allshire، R.C & amp Cech، T.R. تنظيم طول التيلومير ووظيفته بواسطة بروتين Myb-domain في الخميرة الانشطارية. طبيعة سجية 385, 744–747 (1997).

    Tazumi، A. et al. يتحكم بروتين ربط التيلومير Taz1 في توقيت النسخ المتماثل العالمي من خلال توطينه بالقرب من أصول النسخ المتماثل المتأخرة في الخميرة الانشطارية. تطوير الجينات. 26, 2050–2062 (2012). يوضح هذا البحث أن Taz1 يتحكم في توقيت النسخ لمجموعة فرعية من الأصول المتأخرة من خلال الارتباط المباشر بالتكرارات التيلوميرية الموجودة بالقرب من الأصول.

    Zofall ، M. ، Smith ، D. R. ، Mizuguchi ، T. ، Dhakshnamoorthy ، J. & amp Grewal ، S. مول. زنزانة 62, 862–874 (2016). يوضح هذا العمل أن الوحدات الفرعية للمأوى تقوم بتجميع الكروماتين المغاير الاختياري في مواقع الكروموسومات الداخلية التي تحتوي على أصول متكررة في وقت متأخر.

    Hardy، C.F، Balderes، D. & amp Shore، D. مول. زنزانة. بيول. 12, 1209–1217 (1992).

    Kedziora، S. et al. يعمل Rif1 من خلال بروتين فوسفاتيز 1 ولكنه مستقل عن توقيت النسخ لقمع امتداد التيلومير في الخميرة الناشئة. الدقة الأحماض النووية. 46, 3993–4003 (2018).

    يعمل كل من Miller و K.M و Ferreira و M.G & amp Cooper و J.P. Taz1 و Rap1 و Rif1 بشكل مترابط ومستقل للحفاظ على التيلوميرات. EMBO J. 24, 3128–3135 (2005).

    دان ، ج وآخرون. يحافظ Rif1 على توازن طول التيلومير في ESCs عن طريق التوسط في إسكات الكروماتين المغاير. ديف. زنزانة 29, 7–19 (2014).

    Hayano، M. et al. Rif1 هو منظم عالمي لتوقيت إطلاق أصل النسخ المتماثل في الخميرة الانشطارية. تطوير الجينات. 26, 137–150 (2012). تكشف هذه الورقة أن توقيت النسخ المتماثل العالمي في س. بومبي يتم التحكم فيه بواسطة Rif1 بطريقة مستقلة عن Taz1.

    هيراجا ، إس وآخرون. يتحكم Rif1 في تكرار الحمض النووي عن طريق توجيه البروتين الفوسفاتيز 1 لعكس الفسفرة بوساطة Cdc7 لمركب MCM. تطوير الجينات. 28, 372–383 (2014). يوضح هذا البحث أن بروتين الخميرة الناشئ Rif1 يتحكم في جينوم تكرار الحمض النووي على نطاق واسع وأن Rif1 يمارس هذا التحكم من خلال إزالة الفسفرة بوساطة PP1 لمركب MCM في وقت مبكر من دورة الخلية.

    ماتاروتشي ، إس وآخرون. يتحكم Rif1 في توقيت تكرار الحمض النووي في الخميرة من خلال PP1 phosphatase Glc7. مندوب الخلية. 7, 62–69 (2014). يُظهر هذا العمل أن Rif1 مرتبط بالتنظيم السلبي لإطلاق النار من أصل النسخ المتماثل من خلال تجنيد Glc7 phosphatase.

    Dave، A.، Cooley، C.، Garg، M. & amp Bianchi، A. ينظم تجنيد فوسفاتاز البروتين 1 بواسطة Rif1 إطلاق منشأ تكرار الحمض النووي من خلال مواجهة نشاط DDK. مندوب الخلية. 7, 53–61 (2014). يوضح هذا البحث أن Rif1 ينظم توقيت النسخ المتماثل في الخميرة في مهدها من خلال تفاعلها مع فوسفاتاز PP1.

    البائع ، C. A. & amp O'Farrell ، P. H. Rif1 يطيل المرحلة الجنينية S في ذبابة الفاكهة منتصف الانتقال. بلوس بيول. 16، e2005687 (2018). توضح هذه الدراسة أن Rif1 يلعب دورًا مباشرًا أثناء التطوير عن طريق تأخير تكرار تسلسل الأقمار الصناعية.

    Cornacchia، D. et al. يعد Mouse Rif1 منظمًا رئيسيًا لبرنامج توقيت النسخ المتماثل في خلايا الثدييات. EMBO J. 31, 3678–3690 (2012).

    يامازاكي ، إس وآخرون. ينظم Rif1 مجالات توقيت النسخ المتماثل على الجينوم البشري. EMBO J. 31, 3667–3677 (2012).

    سوكاكيت ، آر وآخرون. Mouse Rif1 هي وحدة فرعية تنظيمية لبروتين فوسفاتيز 1 (PP1). علوم. اعادة عد. 7, 2119 (2017).

    Alver ، R. C. ، Chadha ، G. S. ، Gillespie ، P. J. & amp Blow ، J. J. مندوب الخلية. 18, 2508–2520 (2017).

    فوتي ، ر. وآخرون. البنية النووية التي نظمتها Rif1 تدعم برنامج توقيت النسخ المتماثل. مول. زنزانة 61, 260–273 (2016). تحدد هذه الدراسة Rif1 كحلقة وصل جزيئية بين العمارة النووية وتحديد توقيت النسخ المتماثل في الثدييات.

    توتيفا ، ت. وآخرون. إنشاء حدود حالة التعبير بواسطة Rif1 و Taz1 في الخميرة الانشطارية. بروك. ناتل أكاد. علوم. الولايات المتحدة الأمريكية 114, 1093–1098 (2017).

    أوجاوا ، إس وآخرون. يشجع Shelterin ربط أصول النسخ المتماثل المتأخر بالتيلوميرات للتحكم في توقيت النسخ المتماثل. EMBO J. 37، e98997 (2018).

    هيراجا ، إس آي وآخرون. الخميرة الناشئة Rif1 ترتبط بأصول النسخ المتماثل وتحمي الحمض النووي في شوكات النسخ المحظورة. ممثل EMBO. 20، e48152 (2019).

    Moriyama و K. و Yoshizawa-Sugata و N. & amp Masai و H. J. بيول. تشيم. 293, 3607–3624 (2018).

    كانوه ، واي وآخرون. يرتبط Rif1 بـ G quadruplexes ويمنع النسخ المتماثل عبر مسافات طويلة. نات. هيكل. مول. بيول. 22, 889–897 (2015).

    ماساي ، هـ وآخرون. يعزز Rif1 ارتباط G-quadruplex (G4) من خلال أنشطته المحددة لربط G4 و oligomerization. علوم. اعادة عد. 9, 8618 (2019).

    Hasegawa ، Y. ، Yamamoto ، M. ، Miyamori ، J. & amp Kanoh ، J. علوم. اعادة عد. 9, 9946 (2019).

    هافنر ، ل. وآخرون. تقييد Rif1 والتحكم في أصول تكرار الحمض النووي الداخلي للكروموسوم مقيد بعزل التيلومير. مندوب الخلية. 23, 983–992 (2018). يوضح هذا العمل أن ديناميكيات النسخ المتماثل العالمية في الخميرة الناشئة يتم التحكم فيها عن طريق عزل التيلومير لـ Rif1 بواسطة Rap1.

    ميزوجوتشي ، ت. وآخرون. تتوسط مكونات Shelterin في إعادة تنظيم الجينوم استجابةً لإجهاد النسخ المتماثل. بروك. ناتل أكاد. علوم. الولايات المتحدة الأمريكية 114, 5479–5484 (2017).

    مينديز بيرموديز ، إيه وآخرون. السيطرة على نطاق الجينوم لتكرار الهيتروكروماتين بواسطة بروتين تقييد التيلومير TRF2. مول. زنزانة 70، 449–461.e5 (2018). تقدم هذه الورقة دليلاً على أن TRF2 متورط في النسخ المتماثل للكروماتين المتغاير حول المركز من خلال تجنيد الهليكاز RTEL1.

    Postow ، L. وآخرون. يتسبب الإجهاد الالتوائي الإيجابي في تكوين تقاطع رباعي الاتجاهات عند شوكات النسخ المتماثل. J. بيول. تشيم. 276, 2790–2796 (2001).

    Rickman، K. & amp Smogorzewska، A. التقدم في فهم معالجة الحمض النووي والحماية في شوكات النسخ المتوقفة المتوقفة. J. خلية بيول. 218, 1096–1107 (2019).

    Miller، K. M.، Rog، O. & amp Cooper، J. P. يتطلب تكرار الحمض النووي شبه المحافظ عبر التيلوميرات Taz1. طبيعة سجية 440, 824–828 (2006).

    Zimmermann، M.، Kibe، T.، Kabir، S. & amp de Lange، T. TRF1 يتفاوض بشأن مشاكل النسخ المتكرر المرتبطة بـ TTAGGG من خلال تجنيد مروحية BLM وضاغط TPP1 / POT1 لإشارات ATR. تطوير الجينات. 28, 2477–2491 (2014).

    يي ، ج وآخرون. تتعاون TRF2 و Apollo مع topoisomerase 2α لحماية التيلوميرات البشرية من التلف المتكرر. زنزانة 142, 230–242 (2010).

    لي ، ف وآخرون. يعزز مجمع BUB3-BUB1 تكرار الحمض النووي التيلومير. مول. زنزانة 70، 395-407.e4 (2018).

    Simonet ، T. وآخرون. يرتبط عامل تكرار TTAGGG البشري 1 و 2 بمجموعة فرعية من التتابعات التيلوميرية الخلالية وتكرارات الأقمار الصناعية. دقة الخلية. 21, 1028–1038 (2011).

    فوش ، ن وآخرون. يوجه المجال الأساسي لـ TRF2 الارتباط بوصلات DNA بغض النظر عن وجود تكرار TTAGGG. J. بيول. تشيم. 281, 37486–37495 (2006).

    بوليه وآخرون. يعزز TRF2 ويعيد تشكيل ويحمي تقاطعات Holliday التيلوميرية. EMBO J. 28, 641–651 (2009).

    ألبرت ، سي وآخرون. تحدد بروتينات التقاط الكروماتين الوليدة ديناميكيات الكروماتين أثناء تكرار الحمض النووي وتحدد مكونات الشوكة غير المعروفة. نات. خلية بيول. 16, 281–291 (2014).

    Garzón، J.، Ursich، S.، Lopes، M.، Hiraga، S.I & amp Donaldson، A.D Human RIF1-protein phosphatase 1 يمنع تدهور وكسر الحمض النووي الناشئ عند توقف النسخ المتماثل. مندوب الخلية. 27، 2558-2566 هـ 4 (2019).

    موخيرجي ، سي وآخرون. يعزز RIF1 حماية شوكة النسخ وإعادة التشغيل الفعال للحفاظ على استقرار الجينوم. نات. كومون. 10, 3287 (2019).

    Fouché، N.، Özgür، S.، Roy، D. & amp Griffith، J.D.Replication fork regression in repetitive DNAs. الدقة الأحماض النووية. 34, 6044–6050 (2006).

    Verdun، R. E. & amp Karlseder، J. تعمل آلية تلف الحمض النووي ومسار إعادة التركيب المتماثل على التوالي لحماية التيلوميرات البشرية. زنزانة 127, 709–720 (2006).

    أميارد ، إس وآخرون. آلية طوبولوجية لغزو حبال TRF2 المعزز. نات. هيكل. مول. بيول. 14, 147–154 (2007).

    Sarek ، G. ، Vannier ، J.B ، Panier ، S. ، Petrini ، J.H & amp Boulton ، S. J. TRF2 يجند RTEL1 إلى التيلوميرات في المرحلة S لتعزيز تفكيك حلقة t. مول. زنزانة 57, 622–635 (2015).

    جاكو وآخرون. دور الثدييات Rad54 في صيانة طول التيلومير. مول. خلية بيول. 23, 5572–5580 (2003).

    بديع ، إس وآخرون. يعمل BRCA2 كمحمل RAD51 لتسهيل تكرار التيلومير والتغطية. نات. هيكل. مول. بيول. 17, 1461–1469 (2010).

    Sfeir، A. & amp de Lange، T. إزالة الملجأ يكشف مشكلة الحماية النهائية للتيلومير. علم 336, 593–597 (2012).

    Teixeira-Silva، A. et al. يعمل عامل الانضمام النهائي Ku في الاستئصال النهائي لشوكات النسخ المتماثل الموقوفة ذات الخيوط المزدوجة والخالية من الكسر. نات. كومون. 8, 1982 (2017).

    لام ، واي سي وآخرون. يحمي SNMIB / Apollo التيلوميرات الرائدة ضد الإصلاح بوساطة NHEJ. EMBO J. 29, 2230–2241.

    ميسون ، جي إم وآخرون. يعمل نوكلياز الحمض النووي SNM1B / APOLLO في حل إجهاد النسخ المتماثل والحفاظ على استقرار الموقع الهش المشترك. همم. مول. جينيه. 22, 4901–4913 (2013).

    Aggarwal ، M. ، Sommers ، J. A. ، Morris ، C. & amp Brosh ، R.M Jr. ترسيم وظيفة WRN helicase مع EXO1 في استجابة الإجهاد المتماثل. إصلاح الحمض النووي (أمست.) 9, 765–776 (2010).

    Guervilly، J.H & amp Gaillard، P. H. SLX4: تعدد المهام للحفاظ على استقرار الجينوم. كريت. القس Biochem. مول. بيول. 53, 475–514 (2018).

    Myung، K.، Chen، C. & amp Kolodner، R.D تتعاون مسارات متعددة في قمع عدم استقرار الجينوم في خميرة الخميرة. طبيعة سجية 411, 1073–1076 (2001).

    مارجاليف ، ب. وآخرون. استقرار شوكات النسخ العكسي بواسطة التيلوميراز يقود كارثة التيلومير. زنزانة 172، 439-453.e14 (2018).

    Sinha ، A. K. et al. تؤدي شوكات النسخ المتماثل المكسورة إلى حدوث فواصل في الحمض النووي الوراثي في ​​نهاية كروموسوم دائري. بلوس جينيت. 14، e1007256 (2018).

    دي لانج ، ت. عرض متعرج لتطور التيلومير. أمام. جينيه. 6, 321 (2015).

    لي ، ج وآخرون. اختبار فرضية الغزو الرجعي لظهور الخلية حقيقية النواة. بروك. ناتل أكاد. علوم. الولايات المتحدة الأمريكية 115, 12465–12470 (2018).

    Ye، J.، Renault، V. M.، Jamet، K. & amp Gilson، E. النتيجة النسخية لإشارات التيلومير. نات. القس جينيه. 15, 491–503 (2014).


    تكرار الحمض النووي من خلال بيئة الكروماتين

    يتم تحقيق ضغط الجينوم في الفضاء النووي عن طريق لف الحمض النووي حول التجمعات الثماني لبروتينات هيستون لتشكيل الجينوم ، وهي وحدة التكرار الأساسية للكروماتين. بصرف النظر عن توفير وسيلة لتلائم الجينوم الأكبر في الخلية ، فإن الكروماتين للحمض النووي هو وسيلة حاسمة تنظم بها الخلية الوصول إلى الجينوم. في حين أن الدور المعقد الذي يلعبه الكروماتين في نسخ الجينات قد تم تقديره لفترة طويلة ، فمن الواضح الآن أيضًا أن الجوانب الحاسمة لتكرار الحمض النووي مرتبطة ببيولوجيا الكروماتين. ستركز هذه المراجعة على التطورات الحديثة في فهمنا لكيفية تأثير بيئة الكروماتين على الجوانب الرئيسية لتكرار الحمض النووي.

    هذه المقالة جزء من الموضوع تحت عنوان "معدِّلات الكروماتين ومُعاد تشكيله في إصلاح الحمض النووي وإشاراته".

    1. مقدمة في أصول النسخ المتماثل

    يعد تكرار الجينوم عالي الدقة مطلبًا أساسيًا لاستمرارية الكائن الحي. وبالتالي ، فإن فهم كيفية تشفير الجينوم للمعلومات لتكرارها هو السؤال البارز في مجال تكرار الحمض النووي. كان الهدف الأولي للدراسات المبكرة هو تحديد كيفية بدء النسخ المتماثل. العمل المنوي في الإشريكية القولونية كشف أن تخليق الحمض النووي يبدأ من نقطة واحدة على الكروموسوم (الأصل) ويستمر بشكل ثنائي حتى تندمج شوكات النسخ المتماثل وتنتهي [1]. ال بكتريا قولونية أصل الكروموسومات للتكرار (oriC) بواسطة عنصر تسلسل محفوظ واحد مرتبط لاحقًا بمكونات Repisome البكتيري قبل بدء التوليف [2].

    على النقيض من الوضع في البكتيريا ، تستخدم حقيقيات النوى أصولًا متعددة يجب إطلاقها على فترات منتظمة لتكرار الكروموسومات الأكبر بكفاءة خلال كل مرحلة S [3]. يتم تحديد أصول الخميرة في مهدها من خلال عناصر التسلسل المحفوظة والتي تسمى تسلسل النسخ الذاتي (ARS) [4]. في هذه المواقع تحدث خطوتان أساسيتان منفصلتان لتفعيل المنشأ: ترخيص المنشأ وإطلاق النار من الأصل. يتم التوسط في الترخيص من خلال تجميع مجمع ما قبل النسخ المتماثل (pre-RC) ، والذي يتضمن ربط مجمع التعرف على الأصل السداسي (ORC) بالأصل ، يليه تحميل مجمع هليكاز لصيانة الكروموسوم المصغر (MCM) على DNA بواسطة ORC ، جنبًا إلى جنب مع Cdc6 و Cdt1. يتكون مركب هليكاز MCM المحمل ولكن غير النشط من سداسي مزدوج لبروتينات MCM2-7 التي تحيط بالحمض النووي المزدوج الشريطة [5،6]. في G1 ، أي مصدر مرخص له القدرة على إطلاقه في المرحلة S اللاحقة ، لكن إطلاق الأصل يعتمد على تجميع عدة عوامل إضافية ، بما في ذلك CDC45 و GINS ، والتي يتم تنظيمها بواسطة كينازات بروتين منظمة بدورة خلية ثنائية: Dbf4 كيناز المعتمد (DDK) والكيناز المعتمد على السيكلين (CDK) [7]. بعد التنشيط ، قد يبدأ مجمع CDC45-MCM2-7-GINS (CMG) بالانتقال وفك الجينوم الأبوي ، مما يسمح بتوليف الحمض النووي بواسطة بوليميرات الحمض النووي التكراري.

    2. الكروماتين والبدء في تكرار الحمض النووي

    يمثل الفصل الزمني لتجميع ما قبل RC والتفعيل ضمانة ضد التكرار الزائد ، لكن المحددات المحددة التي تملي مصدر الحريق في أي مرحلة S معينة ليست مفهومة تمامًا. في الخميرة ، يتجاوز عدد التسلسلات التي يمكن أن تحدد الأصول بكثير العدد الفعلي للأصول المستخدمة في المرحلة S [8] وفي خلايا الثدييات ، يتم استخدام أقل من 10٪ من الأصول المرخصة بالفعل في خلية معينة [9].

    تشير العديد من سطور الأدلة إلى دور مهم للكروماتين في تنظيم تكرار الحمض النووي. في حالة تحديد المنشأ ، تم تطويره مؤخرًا في المختبر أبرزت أنظمة النسخ المتماثل من الخميرة الناشئة كيف يساعد الكروماتين في تحديد مواقع البدء [10،11]. على عكس الوضع في الجسم الحي، التجميع المسبق لـ RC والبدء في DNA للقالب المجرد لا يعتمدان على تسلسلات بادئ محددة [12 ، 13]. ومع ذلك ، فإن الكروماتية للقالب تؤثر بشكل كبير على قدرة ORC على الارتباط الثابت بالحمض النووي مثل هذا الربط الفعال و في المختبر يتطلب النسخ المتماثل تسلسل إجماع (ACS) ، وهو موقع ربط ORC عالي التقارب [10،11]. ترتبط هذه النتيجة بشكل جيد بالبيانات المأخوذة من الخميرة الناشئة حيث يبدو أن بنية الكروماتين بالقرب من أصول النسخ المتماثل يتم التحكم فيها بإحكام: أصول التكرار لها ترتيب نووي نمطي يتركز على منطقة مستنفدة للنيوكليوزوم تم إنشاؤها بواسطة بروتينات مرتبطة بالحمض النووي مرتبطة بالتسلسل بالإضافة إلى ORC [ 14] في الواقع يتم إعاقة وظيفة الأصل من خلال تعدي النيوكليوسومات المجاورة في المنطقة المستنفدة للنيوكليوزوم [15،16].

    بينما تعتمد الخميرة الناشئة على عناصر تسلسل الحمض النووي لتحديد المنشأ ، فإن الوضع في الميتازوا أكثر تعقيدًا وأقل فهمًا [17]. أول خرائط توقيت النسخ المتماثل على نطاق الجينوم في ذبابة الفاكهة وجدت علاقة ارتباط مدهشة بين توقيت النسخ ونشاط الجين مناطق التكاثر المبكر للجينوم تزامنت مع احتمالية أعلى لنشاط الجين على مستوى الجينوم بأكمله [18]. تمشيا مع هذا ، أحدث العمل في ذبابة الفاكهة, أنواع معينة انيقة وأظهرت خلايا الثدييات أن مواقع بدء النسخ المتماثل تتميز بتعديلات الهيستون نفسها الموجودة عادةً في مواقع النسخ الجيني النشط [19-22]. في البشر ، Miotto وآخرون. مسح أكثر من 50.000 موقع ربط ORC على نطاق واسع من أجل التمييز بين ميزات الكروماتين المرتبطة بربط ORC الانتقائي ووجد أن أكبر مؤشر على أنماط ربط ORC كان مناطق الكروماتين التي يمكن الوصول إليها المصنفة على أنها مواقع DNase I شديدة الحساسية (DHS) [19]. بناءً على هذا الارتباط مع DHS ، ارتبط ارتباط ORC أيضًا بنشاط النسخ وأظهر إثراءًا لتعديلات هيستون التي تميز الكروماتين النشط ، أي أستلة هيستون H3 في ليسين 27 (H3K27ac) وثنائي ميثيل هيستون H3 في ليسين 4 (H3K4me2 ). لم يتم العثور على عوامل أخرى لتكون تنبؤية لربط ORC ، مما يشير إلى أن انتقائية توطين ORC في الجسم الحي ينتج إلى حد كبير عن الارتباط الانتهازي بمناطق الحمض النووي التي يمكن الوصول إليها والتي تحددها عوامل الكروماتين المتعلقة بالتعبير الجيني وليس من خلال التفاعل المباشر مع عامل ربط الحمض النووي أو تعديل الهيستون المحدد [19].

    ومع ذلك ، هناك دليل كبير على أن ORC تقوم بتفاعلات محددة مع تعديلات هيستون ، وعلى وجه الخصوص ، حالات مثيلة هيستون H4 ليسين 20 (H4K20me1 / me2 / me3) [23]. في الثدييات ، تعتمد مثيلة H4K20 على ثلاثة إنزيمات معروفة: PR-Set7 (Set8) مسؤول عن H4K20me1 ، Suv4-20H1 يحفز H4K20me2 و Suv4-20H2 يحفز H4K20me3. من بين هؤلاء ، فإن حالة المثيلة الأكثر ديناميكية هي H4K20me1 ، حيث تبلغ مستوياتها ذروتها خلال المرحلة M وتنخفض بثبات حتى تصل إلى أدنى مستوياتها في المرحلة S ، وتعكس هذه التغييرات تقلبات متطابقة في مستويات Set8 [23 ، 24]. وجدت التقارير الأولية في خلايا الثدييات عيوبًا شديدة في النسخ المتماثل مرتبطة باستقرار أو نضوب H4K20me1 ، مما يشير إلى دور Set8 أو H4K20me1 في تنظيم تكرار الحمض النووي [25]. تُعزى المستويات الديناميكية لـ Set8 (وبالتالي ، monomethylation على H4K20) إلى تدهورها بواسطة E3 ligase Cul4-Ddb1 من خلال التفاعل مع PCNA ، الحلقة المتجانسة التي تعمل كعامل معالجة للعديد من البروتينات المعاد تشكيلها [26]. تُظهر الخلايا التي تعبر عن شكل متحور من Set8 الذي يفشل في التفاعل مع PCNA ولا يمكن تدهوره بواسطة Cul4-Ddb1 ، عدم استقرار الجينوم المتعلق بإعادة التكرار ، مما يشير إلى أن الحالة الديناميكية لميثيل H4K20 مهمة لتنظيم ازدواجية الجينوم [26]. تم توضيح تأثير اضطراب حالة مثيلة H4K20 على تكرار الحمض النووي من خلال مختبر راينبيرج الذي أظهر أن Suv4-20H1 ، الذي يحفز H4K20me2 ، يسهل تحميل ORC [27].

    دعم دور مثيلة H4K20 في تكرار الحمض النووي هو اكتشاف أن الوحدة الفرعية ORC1 تمتلك مجال تماثل مجاور لـ bromo (BAH) ، وهو نموذج للتعرف على الكروماتين محفوظ تطوريًا موجودًا أيضًا في عامل إسكات كروماتين Sir3 [28،29]. يسمح مجال BAH هذا لـ metazoan ORC1 بالتفاعل مع H4K20 الميثلي ، مع تفضيل كبير لـ H4K20me2 على H4K20me1 و H4K20me3 [29]. استنادًا إلى الدليل على أن وحدات ORC الفرعية الإضافية تُظهر ارتباطًا أقل بالكروماتين في الخلايا الطافرة ORC1-BAH ، ربما يساعد التفاعل مع H4K20me2 على استقرار ارتباط مركب ORC بالكروماتين [29]. في الواقع ، فإن تكرار الحمض النووي في طفرات ORC1-BAH معيب ، مع وجود نسبة كبيرة من الخلايا تظهر تأخر دخول المرحلة S ، وهو نمط ظاهري يظهر أيضًا في الخلايا التي تفتقر إلى H4K20me2 methyltransferase ، Suv4-20H1 [29،30].

    ومع ذلك ، فإن فهمنا لتوظيف ORC بواسطة مثيلة H4K20 لا يزال غير مكتمل. أولاً ، فشل تحديد مواقع ربط ORC وأصول النسخ المتماثل في إظهار إثراء قوي لميثيل H4K20 [19،20] ثانيًا ، يرتبط مثيلة H4K20 بمخرجات بيولوجية متنوعة ، بما في ذلك إصلاح الحمض النووي وإسكات النسخ وإنشاء ترتيب أعلى بنية الكروماتين [23]. على سبيل المثال ، تساعد حالات مثيلة H4K20 على التمييز بين الكروماتين المكرر والكروماتين غير المتكرر خلال المرحلة S [31] ، وبالتالي تهيئة آلية إصلاح الموارد البشرية لربط الكروماتين المنسوخ حديثًا للإصلاح النهائي ، وسيتم تفصيل هذه الوظيفة الإضافية لميثيل H4K20 في قسم لاحق. نظرًا للأدوار المتعددة في الحفاظ على استقرار الجينوم ، يمكن أن يرتبط دخول المرحلة S المتأخر في الخلايا الطافرة Set8 و Suv4-20 بدورها في استجابة تلف الحمض النووي أو إصلاح إعادة التركيب المتماثل (HR) ، بدلاً من نقص في ترخيص المنشأ والبدء. في الواقع ، باستخدام مجموعة من فحوصات النسخ المتماثل الخلوي والجيني والمباشر في ذبابة الفاكهة، حددت مجموعة MacAlpine أنه في حين أن Set8 و H4K20me1 مهمان لتقدم دورة الخلية ، لم يتأثر تنشيط الأصل في غياب Set8 أو H4K20me1 [32]. في الواقع ، أكثر من 50٪ من ذبابة الفاكهة كانت المسوخات مع بدائل الألانين في H4K20 قابلة للحياة ، في تناقض صارخ مع النمط الظاهري المميت للضربة القاضية Set8 ، مما يشير إلى أن إجهاد النسخ المتماثل أو الأنماط الظاهرية لتلف الحمض النووي التي تم الإبلاغ عنها في الخلايا الطافرة Set8 يمكن أن تكون مرتبطة بأهداف أخرى من مثيلة Set8 ، بما في ذلك p53 و PCNA [32 –34].

    3. تكرار في الزمان والمكان

    في حين أن التنظيم النووي وتعديلات الهيستون المرتبطة بالنسخ تؤثر بوضوح على المكان الذي يمكن أن يتشكل فيه الأصل ، فإن سياق الكروموسومات مهم في تحديد وقت اشتعال الأصل خلال المرحلة S. في الخميرة الناشئة ، ببساطة عن طريق نقل أصل تكرار معين من منطقة تضاعف متأخر إلى منطقة تكرار مبكر للكروموسوم ، من الممكن تقديم وقت إطلاق النار [35]. علاوة على ذلك ، من خلال استهداف معدّلات الكروماتين مثل هيستون أسيتيلازات أو ديستيلاسيس إلى مواقع محددة على الكروموسوم ، يمكن تعزيز أو كبت كفاءة المنشأ أو احتمال البدء [36 ، 37]. وبالتالي ، فإن أصول معينة ليست مبرمجة مسبقًا لإطلاق النار مبكرًا أو متأخرًا خلال المرحلة S ويمكن أن تسمح بيئة الكروماتين المحلية أو تقيد أصل إطلاق النار.

    ترتبط بيئة الكروماتين جوهريًا بتنظيم الكروموسومات داخل النواة [38]. تميز العمل من مختبر جيلبرت في خلايا الفقاريات بمجالات صبغية كبيرة من خلال توقيت تكرارها المنتظم والقابل للتكاثر. يمكن تقسيم هذه المجالات إلى فئتين: مناطق التوقيت الثابت (CTRs) التي تتميز بإطلاق متزامن ومتسق نسبيًا لمجموعات أصل متقاربة من خلية إلى أخرى ، ومناطق انتقال التوقيت (TTRs) التي تمثل المناطق التي ينتقل فيها توقيت النسخ المتماثل من وقت مبكر إلى آخر. [9،39،40]. اللافت للنظر أن رسم خرائط نسبة النقر إلى الظهور (CTR) يتداخل مع المجالات المرتبطة طوبولوجيًا المعينة مسبقًا (TADs) ، وهي مناطق كروموسومية تسمح بتفاعلات محددة ومتكررة داخل منطقة مجزأة محددة من الكروموسوم وتمنع التفاعل مع المجالات المجاورة (الشكل 1) [38 ، 39 ، 41]. وهكذا ، يبدو أن البرنامج الذي سيتم من خلاله استنساخ الجينوم يتحدد من خلال التنظيم الهيكلي للكروماتين داخل النواة ومن المعروف أن هذه البنية قد تم إنشاؤها قبل دخول الخلايا إلى المرحلة S بوقت طويل [42]. من المحتمل أن تعتمد الجهود المبذولة لفهم كيفية تحديد برنامج النسخ المتماثل على المهمة الصعبة المتمثلة في فهم الآليات التي يتم من خلالها تنظيم الكروموسومات داخل النواة ، على سبيل المثال ، في الخميرة الناشئة ، تساعد بروتينات forkhead Fkh1 / 2 في إطلاق النشوء المبكر من خلال تعزيز الأصل التجمع في فضاء ثلاثي الأبعاد [43]. في الميتازوا ، من المحتمل أن يؤثر بروتين Rif1 على توقيت النسخ المتماثل عن طريق التوسط في التفاعلات بين المناطق التي تتكاثر في وقت متأخر والصفيحة النووية [44،45].

    الشكل 1. هيكل المجال المرتبط طوبولوجيًا (TAD) وعلاقته بأصول النسخ المتماثل. تمثيل منطقة من الكروموسوم تحتوي على TADs. تحتوي TADs على عناصر من الكروماتين ، مثل محفزات الجينات والمعززات التي تقوم بتفاعلات متكررة مع بعضها البعض (يتم تصويرها كخطوط خضراء). يتم فصل TADs عن طريق حدود TAD. نادراً ما يتفاعل الكروماتين داخل TAD مع الكروماتين من الآخر. يتم إثراء أصول النسخ المتماثل عند حدود TAD (تم تمييزها على أنها أشكال بيضاوية زرقاء) ، لكن المواقع الدقيقة لبدء التشغيل تختلف من خلية إلى أخرى داخل مجموعة سكانية ، مما يؤدي إلى ظهور مناطق بدء النسخ المتماثل ، والتي تم تصويرها في الأسفل باللون الرمادي.

    يعتبر اكتشاف أن التنظيم النووي يحدد مجالات واسعة في برنامج توقيت النسخ المتماثل تطورًا مهمًا ، ومع ذلك ، يتم الكشف عن مزيد من المعلومات من خلال رسم خرائط عالية الدقة لموقع المنشأ والكفاءات في الخلايا البشرية. يسمح تسلسل شظايا Okazaki (OF) بقياس اتجاه شوكة النسخ ويمثل وسيلة مفيدة يمكن من خلالها تعيين ديناميكيات النسخ بدقة عالية [20،46،47]. من خلال تسلسل OFs ، كشفت مجموعة Hyrien أن البدء في الخلايا البشرية غالبًا ما يقتصر على مناطق معينة من الكروموسومات التي تمتد لعشرات الكيلوبات [20]. تختلف المواقع الدقيقة للبدء داخل هذه المناطق من خلية إلى أخرى داخل السكان. تمشيا مع الدور المقترح لتنظيم الكروماتين عالي الرتبة في وظيفة أصل النسخ المتماثل [40] ، كشف OF رسم الخرائط أن أصول التكرار المبكر تتداخل عادةً مع حدود TAD [20]. كما هو متوقع من هذا الارتباط ، فإن بيولوجيا حدود TAD وأصول النسخ المتماثل متشابهة: كلاهما مرتبطان على نطاق واسع بالجينات النشطة ، لكن النشاط الجيني ليس مطلوبًا بشكل صارم ولا هو تنبؤي [38 ، 40].

    كيف يمكن تحديد الأصول وحدود TAD؟ الإجابة بعيدة كل البعد عن الوضوح ، ولكن الدليل المحتمل يأتي من اكتشاف أن العديد من TADs يتم ترسيمها باستمرار من خلال أنواع الخلايا المختلفة والمراحل التنموية. غالبًا ما تكون هذه الجينات "التأسيسية" مقيدة بما يسمى جينات "التدبير المنزلي" [41] ، والتي يميزها تعبيرها الثابت في خلايا الدورة عن الجينات المحفزة ذات التعبير المتغير. مثل هذا الارتباط منطقي: يجب أن تعبر الخلايا دائمًا عن جينات التدبير المنزلي عندما تتكاثر ، أي عندما تكون الأصول نشطة. تم توضيح العلاقة بين التعبير الجيني وتكرار الحمض النووي بشكل أكبر في تقرير حديث يبحث في استخدام أصل النسخ المتماثل في التطوير C. ايليجانس الأجنة [21]. هنا ، على غرار الخلايا البشرية ، يبدأ النسخ المتماثل من مناطق واسعة [20] ولكن يتم تحديد نقطة منتصف الأصول من خلال تعديلات هيستون H3K27ac و H3K4me2 الموجودة في معززات الجينات والمعززات [48] ، وتم العثور عليها مؤخرًا في ارتباط ORC. المواقع في الخلايا البشرية [19]. بشكل أساسي ، جميع الأصول لها هذه التعديلات والغالبية العظمى من مواقع التعديل هي أصول. وبالتالي ، من المحتمل أن تكون برامج النسخ والنسخ مترابطة. كيف يمكن تنفيذ اقتران برنامج النسخ وبرنامج النسخ بهذا الترتيب؟ تكمن الإجابة في اكتشاف أن الجينات غير موزعة عشوائياً عبر الجينوم: تلك الموجودة بجانب أصول التكاثر متحيزة بشدة للجينات التي يتم التعبير عنها أثناء النمو ، والتي تتضمن بالضرورة جينات التدبير المنزلي. مع هذا الترتيب C. ايليجانس يمكن أن تتكاثر الخلايا الجنينية في غضون 20 دقيقة وفي نفس الوقت تعبر عن الجينات الضرورية للنمو [21].

    في الخلايا الجسدية ، تحدث مجموعة فرعية فقط من أحداث بدء النسخ المتماثل بالقرب من الجينات المنسوخة بنشاط. في الواقع ، ربما يكون الجانب الأكثر إثارة للاهتمام في رسم الخرائط عالية الدقة لأصول النسخ المتماثل البشري هو أن المناطق الشاسعة من الجينوم التي تتكاثر في وقت متأخر في المرحلة S لا تعتمد على البدء من مناطق محددة [20]. هذه المناطق المتأخرة غير نشطة نسبيًا على نطاق واسع ومخصبة في الهيتروكروماتين. يبدو أن بدء المجالات التي يتم تكرارها في وقت متأخر يتم إملاءه من خلال سلسلة من أحداث إطلاق أصل النسخ المتماثل التي تبدأ من منطقة إطلاق مبكر [20]. يُفترض أن الأصول المرخصة المنتشرة عبر منطقة التكرار المتأخر يتم حثها على إطلاق النار عن طريق شوكات النسخ المتعدية التي تتعدى من مناطق إطلاق النار المبكر - ربما عن طريق إعادة استخدام عوامل التكرار المحدودة. في الواقع ، من المعروف أن العوامل المطلوبة لبدء النسخ المتماثل تحد وستسمح بإطلاق مجموعة فرعية من الأصول في نفس الوقت [49،50]. وبالتالي ، فإن التحكم المحلي في النسخ المتماثل في المناطق المتأخرة يعتمد جزئيًا على تكرار المناطق المبكرة في الوقت المناسب. بشكل جماعي ، تدعم هذه البيانات نموذجًا يكون فيه لأصول النسخ المتماثل ، المقسمة داخل المجالات الكروموسومية الخاصة بها ، احتمالات متفاوتة لإطلاق النار في بداية المرحلة S وأن احتمال إطلاق النيران يزداد مع تقدم المرحلة S [51]. من المحتمل أن يكون للأصول التي يتم إطلاقها مبكرًا وبشكل أكثر اتساقًا احتمالية إطلاق نار أكبر بناءً على خصائص الكروموسومات المتساهلة: القرب من جينات التدبير المنزلي وحدود TAD ، DHS والكروماتين الذي يمكن الوصول إليه.

    لماذا يتم فصل الجينومات في مناطق التكاثر المبكر والمتأخر؟ قد يكون أحد التفسيرات هو أن مثل هذا الفصل الزمني في إطلاق النار من شأنه أن يسمح لعملية التمثيل الغذائي الخلوي بتوفير كميات متسقة من المستقلبات من أجل النسخ الفعال. في الواقع ، فإن نمو سلالات الخميرة الناشئة التي تطلق في وقت واحد الأصول المبكرة والمتأخرة مقيد جزئيًا بمستويات dNTP [50]. ثانيًا ، يسمح فصل النسخ المتماثل في المجالات للخلايا بالتعامل بكفاءة أكبر مع إجهاد النسخ المتماثل. يمكن أن تؤدي المشكلات التي تمت مواجهتها أثناء مرحلة S المبكرة إلى تشغيل نقطة تفتيش المرحلة S وقمع بدء أصول النسخ المتماثل الجديدة في المواقع البعيدة [52]. وهكذا ، عندما تحدث مشاكل في منطقة واحدة من الكروموسوم ، يمكن للخلايا التأكد من حل المشكلات قبل إكمال تكرار باقي الجينوم [9]. أخيرًا ، قد يوفر التقسيم الواسع للجينوم إلى مناطق التكاثر المبكرة والمتأخرة وسيلة بسيطة لزيادة القوة التي يتم من خلالها إعادة تأسيس مجالات تعديلات هيستون وحالات الكروماتين بعد المرحلة S. على سبيل المثال ، في الخميرة الناشئة ، يرتبط acetyl-CoA ارتباطًا جوهريًا بنمو ومستويات acetyl-CoA وذروة أستلة هيستون السائبة في بداية المرحلة S ثم تنخفض خلال المرحلة S [53،54]. وبالتالي ، قد تعزز مناطق النسخ المبكرة ، والتي تكون عادةً نشطة نسخًا ، زيادة أستلة الكروماتين المُجمَّع حديثًا ، وبالتالي تمييز المناطق النشطة نسبيًا للجيل التالي. تمشيا مع هذه الفرضية ، أظهرت تجارب الحقن المجهري في الخلايا البشرية أن تجميع الكروماتين المختص بالنسخ يعتمد على توقيت الحقن ، مع حقن الحمض النووي في وقت مبكر في المرحلة S التي يتم تجميعها في كروماتين أسيتيل ويتم التعبير عنه عند مستويات أعلى [55،56 ]. وبالتالي ، فإن الفصل المؤقت بين تكرار الكروماتين النشط والكروماتين المكبوت قد يعزز أنواع الكروماتين المتميزة.

    4. النسخ المتماثل من خلال الكروماتين: وجهات نظر جديدة على الهليكاز

    بمجرد إطلاق الأصول ، فإن المشكلة المركزية في فهم كيفية تقدم شوكة النسخ المتماثل عبر الجينوم هي الكشف عن كيفية تفكيك مجمع هليكاز CMG للحمض النووي الكروماتيني. جاءت رؤى جديدة في هذا المجال من البيانات الهيكلية التي تشير إلى تقدم CMG هيليكاز من خلال الكروماتين في الاتجاه المعاكس لما كان يعتقد سابقًا [57]. تتكون الهليكاز التكراري MCM2-7 من حلقة سداسية ، والتي ، عند دمجها مع خمسة عوامل ملحقة ، تشتمل على مجمع CMG المكون من 11 وحدة فرعية [58]. تتكون كل حلقة سداسية من مستويين ، يشتملان على المجال الطرفي C (CTD) ، والذي يحتوي على مواقع ربط ATP والمحرك الذي يقود الانتقال وفك الحمض النووي ، والمجال الطرفي N (NTD) ، على التوالي. عند تحميلها على الحمض النووي في G1 ، يتم توجيه سداسيات MCM2-7 المزدوجة بطريقة NTD إلى NTD ، بحيث تواجه مجالات CTD الحركية بعيدًا عن بعضها البعض [5،6]. بناءً على اتجاه السداسيات المزدوجة في G1 ، كان يُعتقد أنه بعد التنشيط ، انتقلت مجمعات CMG ببساطة بعيدًا عن بعضها البعض باستخدام CTD على الطرف الرئيسي من الانتقال 3′ – 5 [59]. باستخدام cryo-EM لتصور CMG على ركائز DNA متشعبة ، Georgescu وآخرون. were able to capture the helicase in ‘translocation mode' surprisingly, their structures revealed that the NTD is proximal to the fork and the CTD motor trails behind (figure 2). This finding is important for a number of reasons: first, because the leading strand polymerase (ɛ) associates with the CTD and polymerase α/primase, associates with the NTD [60], this orientation of CMG logically positions each polymerase for synthesis on their associated strands: polymerase ɛ can synthesize the leading strand as its template emerges from the CMG. Second, this orientation of CMG minimizes the amount of exposed single-stranded DNA on the lagging strand as the lagging-strand template, unwound at the front of the replication fork, can be primed by polymerase α/primase. Third, the model reveals an elegant quality control mechanism ensuring that each hexamer associates with the opposite strand of DNA before separating [57]. As CMGs are loaded onto double-stranded DNA prior to initiation and translocate on single-stranded DNA, the ‘NTD first' orientation implies that the hexameric rings must pass one another during initiation, which is only possible once both hexamers encircle single-stranded DNA. Finally, the new translocation orientation of CMG potentially reveals new modes for chromatin disassembly and parental histone recycling. The threading of the 3′ end of the DNA through the leading NTD positions the recently characterized MCM2 histone-binding domain at the very front of the CMG [61,62]. MCM2 chaperones H3:H4 tetramers both في المختبر و في الجسم الحي by wrapping around the tetramer, much like nucleosomal DNA [61,62]. Therefore, the new model indicates that MCM2 could play a major role in disassembling parental nucleosomes in front of the replication fork (figure 3). The authors also speculate that the new position of the lagging-strand machinery at the leading edge of the CMG increases the likelihood that parental nucleosome deposition would preferentially occur on the lagging strand, opening up intriguing mechanisms for chromatin state inheritance and nucleosome assembly. However, with the exception of the remarkable, yet poorly understood inheritance of histone proteins in ذبابة الفاكهة male germline stem cells [63], there is little evidence of biased segregation of parental histones to the daughter genomes [64,65]. This may reflect the inherent asymmetry of the replication fork imparts little bias on histone segregation or, that mechanisms have evolved—perhaps employing specific histone chaperones—to ensure the equal passage of parental histone to the daughter genomes.

    Figure 2. A model for helicase activation and separation. See main text for details.

    Figure 3. Dynamics at the replication fork. Representation of the replication fork progressing through chromatin. For simplicity, several proteins are omitted and only proteins discussed in the text are included. انظر النص للحصول على التفاصيل.

    5. في المختبر replication of chromatin template

    Progression of the replication fork through chromatin is also stimulated by an array of other factors that probably alter the structure of chromatin. Here newly developed في المختبر systems are beginning to reveal important clues. باستخدام ملف في المختبر replication system with purified components Kurat وآخرون., were able to identify several proteins specifically associated with replicating chromatin [11]. Most prominent were histone chaperones (FACT, Nhp6, Asf1), chromatin remodelling complexes (INO80, Isw1), and histone acetyltransferase complexes (NuA4, SAGA). Importantly, efficient replication of chromatinized DNA required FACT, which is consistent with the noted role for FACT in promoting transcription from chromatinized templates and the general understanding of how FACT can disrupt the structural integrity of the nucleosome [66–68]. FACT associates with the replisome progression complex, [69] and interacts with multiple components at the replication fork, including DNA polymerase α [70] and the MCM2 N-terminal tail, where it forms a salt resistant complex with histones [71]. In the light of the recent findings regarding the orientation of translocating CMG [57] these results would place FACT at the leading edge of the helicase where it would presumably collaborate with the MCM2 tail to mediate the unwinding of parental histones (figure 3). Such a scenario is supported by the discovery that histones captured from FACT-MCM2 complexes lacked acetylation of histone H3 at lysine 56 [71] which is a modification found on newly synthesized histones [72].

    Kurat وآخرون. also showed that the ATP-dependent chromatin remodelling complexes INO80 and ISW1a, and histone acetyltransferases, SAGA and NuA4, were all required in order to achieve rates of replication comparable with those measured في الجسم الحي [11]. Of these factors, Isw1 and INO80 have been implicated in various aspects of DNA replication: in budding yeast, Isw1 repositions nucleosomes on nascent DNA [73] and in human cells an ISW1-related complex (ACF1-ISWI) promotes efficient replication of heterochromatin [74]. INO80 has also been shown to interact with replication origins and the replication fork [75] and depletion of INO80 results in slowed replication fork progression [76]. Moreover, there is increasing evidence that INO80 is required for replication restart after fork stalling and can function in a pathway to evict RNA polymerase II from chromatin [77] upon replication stress [78]. However, with the exception of FACT, it remains to be determined whether the factors examined by Kurat وآخرون. are specifically targeted to replication forks and, if so, how they function in replication fork progression. Indeed, Devbhandari وآخرون., who established a similar في المختبر system achieved replication on chromatinized templates in the absence of FACT and many of the stimulatory factors described by Kurat وآخرون. their reactions contained the histone chaperone NAP1 and Isw1, which were included to assemble nucleosomes on the template DNA. These factors presumably also stimulated replication through chromatin and nucleosome assembly on the nascent DNA. Thus, while many proteins appear capable of stimulating replication, it appears that no single factor is specifically required for replication through templates.

    6. Chromatin regulates lagging-strand synthesis

    ال في المختبر systems described by Devbhandari وآخرون., and Kurat وآخرون. also noted a profound alteration in lagging-strand synthesis when replication occurred on chromatin templates. The frequency at which the polymerase α/primase complex initiates each OF will influence the ultimate length of OFs produced by the replisome. On naked DNA templates, polymerase α/primase acts distributively: OFs become shorter—hence were more frequently initiated—with increasing amounts of polymerase α/primase [79]. When replication occurred through chromatin, Kurat وآخرون., noted that the initiation frequency became much less sensitive to the concentration of polymerase α/primase—indicating that polymerase α/primase may act processively in the context of chromatin [11]. It is unclear how chromatin should influence the frequency of OF initiation: one mechanism would be that chromatin somehow helps sequester polymerase α/primase to the replisome but another interesting possibility is that MCM helicase progression may slow each time a nucleosome is encountered. If the rate-limiting step in replication fork progression is assumed to be the unwinding of nucleosomal DNA ahead of the replication fork, then initiation of OFs by polymerase α/primase may occur as the fork slows from one nucleosome to the next. Thus, the initiation site and the frequency of initiation events (hence the ultimate length of the OF) could, at least in part, be dictated by nucleosome structure and how many nucleosomes the fork moves through each cycle.

    Aside from the frequency of initiation, the lengths of OFs are also dictated by a processing reaction in which polymerase δ simultaneously extends the 3′ end of a nascent OF and triggers the degradation of the 5′ end of the preceding OF [80]. Repeated cycles of extension and DNA cleavage produce a nick that migrates away from the replication fork and can be sealed by DNA ligase I [80]. This reaction—known as strand displacement synthesis—relies upon structure specific nucleases such as Fen1 to degrade the RNA or DNA displaced by polymerase δ (figure 3). Devbhandari وآخرون. incorporated the basic components for OF processing, including the flap endonuclease Fen1 and DNA ligase I in their في المختبر system [10]. Interestingly, they noted that while the replication of naked plasmid DNA occurred robustly, much of the synthesized DNA was greater than unit length—meaning that unconstrained synthesis was occurring (most probably by polymerase δ) and only a fraction of the lagging-strand products were small and competent for ligation [10]. Replication of chromatinized templates dramatically suppressed the extent of DNA polymerization, resulting in short lagging-strand products that were readily ligated. Since the DNA replication reactions were conducted with an excess of core histones, Nap1 and Isw1 (which are potent nucleosome assembly factors [81]) the suppression of polymerase δ is most readily explained by the reassembly of nucleosomes on the lagging strand, which presumably prevent extensive strand displacement synthesis by polymerase δ [10]. These data support earlier results from budding yeast which showed that nucleosome assembly on daughter strands is required for optimal processing of OFs في الجسم الحي [47].

    The requirement for nucleosome assembly to constrain DNA synthesis on the lagging strand potentially provides a means to ensure the removal of error prone DNA synthesized by DNA polymerase α while preventing excessive strand displacement synthesis by polymerase δ [47]. In addition, inhibition of polymerase δ by newly assembled nucleosomes may allow components of the lagging-strand machinery to be recycled from one OF to the next and, in doing so, allow the fidelity of nucleosome assembly to be communicated to the replication fork. In this scenario, defects in nucleosome assembly on the lagging strand result in extensive strand displacement synthesis by polymerase δ. Thus, in the absence of timely nucleosome assembly, the synthesis of each OF would be slowed, which may ultimately slow the replication fork—allowing the rate of nucleosome assembly to be coupled with the rate of DNA synthesis. Studies in mammalian cells indicate that replication fork progression through chromatin requires efficient delivery of newly synthesized histones [82] and replication forks are slowed when the nucleosome assembly is impaired [83]. With this reasoning, it is worth considering whether some of the stimulatory effects on DNA synthesis of histone chaperones and chromatin remodelling enzymes seen في المختبر replication systems may be attributed to the promotion of nucleosome assembly and efficient lagging-strand synthesis.

    7. Priming for recombination during DNA replication

    Even in the absence of exogenous DNA damage, faithful completion of DNA replication relies upon the HR pathway to protect stalled replication forks or to restart collapsed forks [84]. DNA replication produces sister chromosomes, but because chromosomes are replicated at different times during S phase, an interesting question is how do cells know when they have a sister with which to repair? Recent data suggests that events occurring at the replication fork help the HR machinery discriminate between replicating and non-replicating chromatin [31]. TONSL-MMS22 L is a heterodimeric complex capable of interacting with histones as well as the histone chaperones Asf1 and MCM2 via the TONSL ankyrin repeat domain (ARD) [85,86]. Structural characterization shows that the binding of soluble histones H3-H4 by TONSL bridges the connection to ASF1 and MCM2, creating a co-chaperone complex prior to deposition of histones during replication coupled chromatin assembly [31]. The co-chaperone complex is dependent upon a number of interactions on the histone H4 tail, including lysine 20 (H4K20), the methylation of which is associated with replication and repair processes that maintain genome integrity [23]. Importantly, H4K20 methylation (H4K20me) abolishes TONSL binding to nucleosomes, suggesting that TONSL-MMS22 L specifically recognizes unmodified histones at H4K20. Since newly synthesized histones deposited in S phase are unmethylated at K20 [72], TONSL-MMS22 L is thus likely to bind to replication forks and nascent chromatin. However, TONSL-MMS22 L recruitment to chromatin occurs within a narrow temporal window as H4K20 is methylated by the histone methyltransferase SET8 [23] in late S phase. Based on this timely recruitment of TONSL-MMS22L and its known role as a mediator of HR, the recognition of nascent chromatin by the complex probably promotes expedient HR repair at compromised replication forks [31,85,86]. Indeed, a subsequent report provided direct evidence for the recruitment of TONSL-MMS22 L to collapsed replication forks and its promotion of Rad51-dependent recombination [87]. Presumably, recruitment of TONSL-MMS22 L to replication forks, allows efficient interaction with RPA, which coats stretches of single-stranded DNA formed during collapse of replication forks [87]. While it is known that the TONSL-MMS22 L heterodimer is required for RAD51 foci formation upon DNA damage [85,86], it is also required to recruit RAD51 to stalled replication forks [87]. An intact TONSL-MMS22 L heterodimer forms a tight interaction with two molecules of RAD51 and was shown to facilitate strand exchange by reducing the affinity of RAD51 for double-stranded DNA, a function similar to the tumour suppressor BRCA2 [87–89]. These findings illustrate an interesting new paradigm, in which replication coupled chromatin assembly provides an opportunity to prime newly replicated daughter genomes with repair complexes in the event of replication stress or DNA damage. In the light of these findings, it would be of interest to identify whether complexes similar to TONSL-MMS22 L are able to recognize chromatin specific transitions as a signal to load the DNA repair components best suited to fix the damage within the specific cell-cycle phase.

    8. Conclusion

    The advances in biochemical characterization of the replisome and its components have reinforced our understanding of how integrated the passage of the replication fork is with chromatin dynamics. Indeed, while في المختبر systems have shown that DNA can be efficiently replicated in the absence of chromatin, it is clear that the presence of nucleosomes on the template DNA can constrain sites of initiation and the processivity of the DNA polymerases. But rather than a simple impediment, chromatin should more realistically be viewed as a modulator that can fine tune many aspects of DNA replication. الجديد في المختبر systems offer tantalizing insights into how replication occurs on chromatin, yet they remain incomplete. Most notably, neither report examined components of the replication-associated chromatin assembly system that couples nucleosome assembly, mediated in part through the histone chaperone CAF-1, to the replication fork through PCNA. Once this pathway is included, it may be possible to faithfully recapitulate nucleosome assembly on nascent DNA في المختبر. But a considerable challenge with the biochemical systems will be to achieve a stoichiometry of the components, which faithfully recapitulates the situation في الجسم الحي. Thus, more quantitative assays that interrogate في الجسم الحي replication will be needed to supplement the في المختبر الأنظمة.

    From the demonstration that ORC binds to accessible DNaseI hypersensitive sites, to the association of replication timing with higher-order chromatin folding, it is apparent that DNA replication is profoundly influenced by chromatin organization. Given that the same chromatin features are implicated in gene transcription and DNA replication, some immediate challenges will be to disentangle causal relationships between the processes at play. This may prove challenging as perturbation of one process will probably affect the other nevertheless the realization that chromatin structures typically associated with gene transcription are also used in DNA replication may provide a new perspective from which we may better understand how and why such chromatin structures are established and maintained. While ORC-binding represents the critical first step in origin licensing in G1, it is yet unknown how ORC is targeted to chromatin or whether chromatin structural changes precede ORC-binding and MCM loading. Most certainly, a deeper understanding of how chromatin is organized within the nucleus and the factors responsible for such organization will prove valuable to many aspects of genome research.


    محتويات

    Constitutive heterochromatin is found more commonly in the periphery of the nucleus attached to the nuclear membrane. This concentrates the euchromatic DNA in the center of the nucleus where it can be actively transcribed. During mitosis it is believed that constitutive heterochromatin is necessary for proper segregation of sister chromatids and centromere function. [6] The repeat sequences found at the pericentromeres are not conserved throughout many species and depend more on epigenetic modifications for regulation, while telomeres show more conserved sequences. [2]

    Constitutive heterochromatin was thought to be relatively devoid of genes, but researchers have found more than 450 genes in the heterochromatic DNA of ذبابة الفاكهة سوداء البطن. [5] These regions are highly condensed and epigenetically modified to prevent transcription. For the genes to be transcribed, they must have a mechanism to overcome the silencing that occurs in the rest of the heterochromatin. There are many proposed models for how the genes in these regions are expressed, including the insulation, denial, integration, exploitation, and TE restraining models. [ التوضيح المطلوب ]

    When genes are placed near a region of constitutive heterochromatin, their transcription is usually silenced. This is known as position-effect variegation and can lead to a mosaic phenotype.

    Constitutive heterochromatin is replicated late in S phase of the cell cycle and does not participate in meiotic recombination.

    Histone modifications are one of the main ways that the cell condenses constitutive heterochromatin. [7] The three most common modifications in constitutive heterochromatin are histone hypoacetylation, histone H3-Lys9 methylation (H3K9), and cytosine methylation. These modifications are also found in other types of DNA, but much less frequently. Cytosine methylation is the most common type, although it is not found in all eukaryotes. In humans there is increased methylation at the centromeres and telomeres, which are composed of constitutive heterochromatin. These modifications can persist through both mitosis and meiosis and are heritable.

    SUV39H1 is a histone methyltransferase that methylates H3K9, providing a binding site for heterochromatin protein 1 (HP1). HP1 is involved in the chromatin condensing process that makes DNA inaccessible for transcription. [8] [9]

    Genetic disorders that result from mutations involving the constitutive heterochromatin tend to affect cell differentiation and are inherited in an autosomal recessive pattern. [6] Disorders include Roberts syndrome and ICF syndrome.

    Some cancers are associated with anomalies in constitutive heterochromatin and the proteins involved in its formation and maintenance. Breast cancer is linked to a decrease in the HP1 alpha protein, while non-Hodgkin's lymphoma is linked to hypomethylation of the genome and especially of satellite regions. [ بحاجة لمصدر ]


    محتويات

    Chromatin is found in two varieties: euchromatin and heterochromatin. [7] Originally, the two forms were distinguished cytologically by how intensely they get stained – the euchromatin is less intense, while heterochromatin stains intensely, indicating tighter packing. Heterochromatin is usually localized to the periphery of the nucleus. Despite this early dichotomy, recent evidence in both animals [8] and plants [9] has suggested that there are more than two distinct heterochromatin states, and it may in fact exist in four or five 'states', each marked by different combinations of epigenetic marks.

    Heterochromatin mainly consists of genetically inactive satellite sequences, [10] and many genes are repressed to various extents, although some cannot be expressed in euchromatin at all. [11] Both centromeres and telomeres are heterochromatic, as is the Barr body of the second, inactivated X-chromosome in a female.

    Heterochromatin has been associated with several functions, from gene regulation to the protection of chromosome integrity [12] some of these roles can be attributed to the dense packing of DNA, which makes it less accessible to protein factors that usually bind DNA or its associated factors. For example, naked double-stranded DNA ends would usually be interpreted by the cell as damaged or viral DNA, triggering cell cycle arrest, DNA repair or destruction of the fragment, such as by endonucleases in bacteria.

    Some regions of chromatin are very densely packed with fibers that display a condition comparable to that of the chromosome at mitosis. Heterochromatin is generally clonally inherited when a cell divides, the two daughter cells typically contain heterochromatin within the same regions of DNA, resulting in epigenetic inheritance. Variations cause heterochromatin to encroach on adjacent genes or recede from genes at the extremes of domains. Transcribable material may be repressed by being positioned (in رابطة الدول المستقلة) at these boundary domains. This gives rise to expression levels that vary from cell to cell, [13] which may be demonstrated by position-effect variegation. [14] Insulator sequences may act as a barrier in rare cases where constitutive heterochromatin and highly active genes are juxtaposed (e.g. the 5'HS4 insulator upstream of the chicken β-globin locus, [15] and loci in two السكريات النيابة. [16] [17] ).

    All cells of a given species package the same regions of DNA in constitutive heterochromatin, and thus in all cells, any genes contained within the constitutive heterochromatin will be poorly expressed. For example, all human chromosomes 1, 9, 16, and the Y-chromosome contain large regions of constitutive heterochromatin. In most organisms, constitutive heterochromatin occurs around the chromosome centromere and near telomeres.

    The regions of DNA packaged in facultative heterochromatin will not be consistent between the cell types within a species, and thus a sequence in one cell that is packaged in facultative heterochromatin (and the genes within are poorly expressed) may be packaged in euchromatin in another cell (and the genes within are no longer silenced). However, the formation of facultative heterochromatin is regulated, and is often associated with morphogenesis or differentiation. An example of facultative heterochromatin is X chromosome inactivation in female mammals: one X chromosome is packaged as facultative heterochromatin and silenced, while the other X chromosome is packaged as euchromatin and expressed.

    Among the molecular components that appear to regulate the spreading of heterochromatin are the Polycomb-group proteins and non-coding genes such as Xist. The mechanism for such spreading is still a matter of controversy. [18] The polycomb repressive complexes PRC1 and PRC2 regulate chromatin compaction and gene expression and have a fundamental role in developmental processes. PRC-mediated epigenetic aberrations are linked to genome instability and malignancy and play a role in the DNA damage response, DNA repair and in the fidelity of replication. [19]

    خميرة الخميرة, or budding yeast, is a model eukaryote and its heterochromatin has been defined thoroughly. Although most of its genome can be characterized as euchromatin, S. cerevisiae has regions of DNA that are transcribed very poorly. These loci are the so-called silent mating type loci (HML and HMR), the rDNA (encoding ribosomal RNA), and the sub-telomeric regions. Fission yeast (شيزوساكارومايس بومب) uses another mechanism for heterochromatin formation at its centromeres. Gene silencing at this location depends on components of the RNAi pathway. Double-stranded RNA is believed to result in silencing of the region through a series of steps.

    In the fission yeast شيزوساكارومايس بومب, two RNAi complexes, the RITS complex and the RNA-directed RNA polymerase complex (RDRC), are part of an RNAi machinery involved in the initiation, propagation and maintenance of heterochromatin assembly. These two complexes localize in a siRNA-dependent manner on chromosomes, at the site of heterochromatin assembly. RNA polymerase II synthesizes a transcript that serves as a platform to recruit RITS, RDRC and possibly other complexes required for heterochromatin assembly. [20] [21] Both RNAi and an exosome-dependent RNA degradation process contribute to heterochromatic gene silencing. These mechanisms of شيزوساكارومايس بومب may occur in other eukaryotes. [22] A large RNA structure called RevCen has also been implicated in the production of siRNAs to mediate heterochromatin formation in some fission yeast. [23]


    Heterochromatin loss as a determinant of progerin-induced DNA damage in Hutchinson–Gilford Progeria

    Oliver Dreesen, PhD, Cell Ageing, Skin Research Institute Singapore, 8A Biomedical Grove, #06-06 Immunos, 138648 Singapore, Singapore.

    Developmental and Regenerative Biology, Institute of Medical Biology, Singapore, Singapore

    Cell Ageing, Skin Research Institute Singapore, Singapore, Singapore

    Cell Ageing, Skin Research Institute Singapore, Singapore, Singapore

    A*STAR Microscopy Platform, Singapore, Singapore

    Cell Ageing, Skin Research Institute Singapore, Singapore, Singapore

    Developmental and Regenerative Biology, Institute of Medical Biology, Singapore, Singapore

    Cell Ageing, Skin Research Institute Singapore, Singapore, Singapore

    Oliver Dreesen, PhD, Cell Ageing, Skin Research Institute Singapore, 8A Biomedical Grove, #06-06 Immunos, 138648 Singapore, Singapore.

    الملخص

    Hutchinson–Gilford progeria is a premature aging syndrome caused by a truncated form of lamin A called progerin. Progerin expression results in a variety of cellular defects including heterochromatin loss, DNA damage, impaired proliferation and premature senescence. It remains unclear how these different progerin-induced phenotypes are temporally and mechanistically linked. To address these questions, we use a doxycycline-inducible system to restrict progerin expression to different stages of the cell cycle. We find that progerin expression leads to rapid and widespread loss of heterochromatin in G1-arrested cells, without causing DNA damage. In contrast, progerin triggers DNA damage exclusively during late stages of DNA replication, when heterochromatin is normally replicated, and preferentially in cells that have lost heterochromatin. Importantly, removal of progerin from G1-arrested cells restores heterochromatin levels and results in no permanent proliferative impediment. Taken together, these results delineate the chain of events that starts with progerin expression and ultimately results in premature senescence. Moreover, they provide a proof of principle that removal of progerin from quiescent cells restores heterochromatin levels and their proliferative capacity to normal levels.


    WHAT NEEDS TO BE DONE?

    Although the broad outline and many important details of DNA replication have been identified, many important aspects of this central process remain to be discovered. In large part, we still do not know how origins function. How do origin-binding proteins organize the DNA? Exactly how do helicase loaders function? How and when does the MCM helicase transition from encircling dsDNA to encircling ssDNA? The functions of several proteins required for origin activation and priming in eukaryotes are still shrouded in mystery. Priming and replisome assembly require numerous proteins that lack homologs in bacteria. What are the functions of Sld2, Sld3, Dbp11, Mcm10, GINS, and Cdc45 and how is their function influenced by phosphorylation? We lack an understanding of how the multiple origins in eukaryotes are coordinated and how the domain structure is established and maintained through multiple cell divisions. For example, just what are nuclear foci and how are replication foci organized within them? Are origins within one replicon clustered into one focus? Once replication forks are established, we know little about how they are regulated. If one replication fork in a focus were to stop, would it halt the other forks within that focus? How do replisomes move through nucleosomes, especially in highly condensed DNA and how are the parental nucleosomes inherited to the sister chromatids? How do replisomes deal with cohesin rings and how are these loaded? We have barely scratched the surface on questions surrounding the interface of replication with repair and recombination. For example, how can replication forks form during break-induced replication in S and G2 phase when the MCMs are thought to be loaded only in G1؟ How do checkpoint mechanisms act on moving replication forks? The newly revealed coordination of DNA metabolism with chromatin establishment, gene silencing, and epigenetic control is only beginning to be explored. Most of what we know about DNA replication has been learned in organisms with stable karyotypes and ploidy. However some organisms, particularly microbial eukaryotes, have extreme variations in ploidy and variable numbers of chromosomes. What mechanisms exist to facilitate this yet maintain order in this apparent chaos? Finally, and perhaps most important, some types of human disease, including certain cancers, have their basis in replication. Clearly many important questions remain, despite the enormous progress of recent years. We hold hope that understanding the mechanistic details of these processes may lead to cures, or at least treatment of human disease in the future.


    Leemor Joshua-Tor

    Ph.D., The Weizmann Institute of Science, 1991

    [email protected] | (516) 367-8821

    Our cells depend on thousands of proteins and nucleic acids that function as tiny machines: molecules that build, fold, cut, destroy, and transport all of the molecules essential for life. My group is discovering how these molecular machines work, looking at interactions between individual atoms to understand how they activate gene expression, DNA replication, and small RNA biology.

    في Leemor Joshua-Tor’s lab, researchers study the molecular basis of nucleic acid regulatory processes using the tools of structural biology and biochemistry. One such regulatory process is RNA interference (RNAi), in which a small double-stranded RNA triggers gene silencing. Joshua-Tor and her team offered critical insight when they solved the crystal structure of the Argonaute protein and identified it as the long-sought Slicer. They then went on to explore the mechanism of the slicing event. The structure of human Argonaute 2 (hAgo2) bound to a microRNA (miRNA) guide allowed Joshua-Tor and her colleagues to understand how mRNA is cleaved during RNAi. This year, members of the Joshua-Tor lab explored the function of a very similar protein, called Argonaute 1, that has no slicing ability, even though it is almost identical in structure to the slicing hAgo2. Using biochemical methods and mutational analysis, they were able to identify key parts of the protein that are required for slicing activity. The lab also studies the generation of PIWI-interacting RNAs (piRNAs), which serve to protect the genome of germ cells. With colleagues in the Hannon lab, Joshua-Tor’s team also determined the structure and function of Zucchini, a key nuclease in the initial generation of piRNAs in fruit flies. In other work, the lab is exploring the mechanisms of heterochromatin formation and gene silencing through the study of a protein complex called RNA-induced initiation of transcriptional gene silencing (RITS). Joshua-Tor is also well known for her work on the E1 helicase enzyme, which acts to unwind DNA strands during the DNA replication process.

    Dr. Leemor Joshua-Tor honored with Mildred Cohn Award from ASBMB
    Member of the National Academy of Sciences
    Member of the American Academy of Arts and Sciences
    2018 Mildred Cohn Award in Biological Chemistry, ASBMB
    2014 ACE Women’s Network, New York, Women in Science and Education Leadership Award
    Fellow of the American Association for the Advancement of Science (AAAS)
    2007 Dorothy Crowfoot Hodgkin Award (Inaugural award), The Protein Society
    1996 Beckman Young Investigator Award

    Research matters

    June 8, 2021

    Innovative research and educational activities never stopped during the COVID-19 pandemic.

    DNA replication: A game of precision

    April 25, 2021

    A highly choreographed complex of molecules is vital to starting and synchronizing DNA replication during cell division.

    How to tame a restless genome

    April 8, 2021

    CSHL researchers found a mechanism to keep otherwise mobile genetic elements in place in the genome.

    Joshua-Tor wins Biophysical Society honor

    November 16, 2020

    CSHL Professor and HHMI Investigator Leemor Joshua-Tor was named a 2021 Fellow of the Biophysical Society for her work on RNAi and DNA replication.

    The “ORC” twists, pinches, and dances around DNA

    September 16, 2020

    The Origin Recognition Complex (ORC) is a key piece of cellular machinery, fundamental to life, yet so far mysterious.

    Replicating a genome starts with a twist, a pinch, and a bit of a dance

    September 16, 2020

    Researchers have their first high resolution look at how “ORC,” a human protein complex essential to life, moves.

    How two CSHL programs adapted during the COVID-19 pandemic

    July 16, 2020

    Mikala Egeblad and David Micklos presented their work at the “Life Science Across the Globe” seminar series.

    What do these scientist moms do? Ask their kids.

    We asked the children of three scientists to describe their mother’s work. See what they had to say.

    Cracking the case of the norovirus

    February 6, 2020

    A pervasive virus has evaded vaccine developers for decades. By getting a clear look at its protective shell, they may finally know how to defeat it.

    Bridge to education

    December 15, 2019

    CSHL’s DNA Learning Center builds new bridges between unique science education and diverse groups.


    شاهد الفيديو: DNA Replication. تضاعف الدنا (يوليو 2022).


تعليقات:

  1. Illanipi

    كل شيء ليس بهذه البساطة كما يبدو

  2. Ren

    وهل تفهمين

  3. Athamas

    يقول الناس في مثل هذه الحالات - سيكون أهال عم ، ينظر إلى نفسه. :)

  4. Poul

    منشور مثير للاهتمام ، شكرا. كما أن السؤال الثانوي بالنسبة لي شخصيًا هو السؤال "هل سيكون هناك استمرار؟ :)

  5. Harbin

    عبارة قيمة إلى حد ما

  6. Tygonos

    قلت ذلك بشكل صحيح :)

  7. Dolan

    أعتقد أنك ترتكب خطأ. أقترح مناقشته. أرسل لي بريدًا إلكترونيًا على PM.



اكتب رسالة