معلومة

قنوات التدفق الخلوي

قنوات التدفق الخلوي


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

لقد أجريت تجربة قياس التدفق الخلوي لأول مرة. كان لدي ثلاثة شروط: (1) حيدات صحية غير ملوثة (2) حيدات صحية ملطخة باللون الأخضر / الأحمر (488/570) من مجموعة Thermofisher Live / Dead (3) حيدات ميتة ملطخة بنفس الأصباغ الخضراء / الحمراء.

لقد قمت بهذه الشروط لمعرفة الرسوم البيانية التي يجب توقعها ، وتعلم عملية FACs وتحليلها. سأكون ممتنًا إذا كان بإمكان أي شخص الإجابة على الأسئلة التالية:

  1. لذلك لدي صبغتان في عيناتي وجهاز تحكم. ما هي قناة قياس التدفق الخلوي التي يجب أن أستخدمها في مؤامراتي (FL1 أو FL2 أو FL3 أو FL4)؟

  2. كيف تعرف نسبة الخلايا الحية والميتة في كل حالة؟

  3. أي شخص يعرف برنامج تحليل مجاني؟
  4. ما مدى عملية تحليل التدفق الخلوي R؟

سأقوم بتعديل هذه الإجابة عندما أحصل على تفاصيل منك.

ما هو مقياس الخلوي الخاص بك ، وكيف يتم إعداد البصريات؟ عادة ما يكون لديك 1-5 ليزر: الأشعة فوق البنفسجية (355 نانومتر) ، البنفسجي (405 نانومتر) ، الأزرق (488 نانومتر) ، الأخضر / الأصفر (561 نانومتر) والأحمر (633 نانومتر) ليزر. يشير رقم FL الخاص بك ، FL1-4 ، عادةً إلى PMT (أنبوب مضاعف ضوئي) وتركيبة مرشح. على سبيل المثال ، يحتوي FACSCantoII النموذجي على إعداد 4-2-2 مع 4 PMT على الليزر الأزرق ، و 2 على الليزر البنفسجي و 2 على الليزر الأحمر (إذا اشتريت الجهاز بهذه الطريقة ، فهناك تكوينات أخرى). تم إعداد قنوات الفلورة هذه للكشف عن فلوروفور معين أو ما يعادله مع مرشح ممر النطاق. المرشحات الأساسية في الليزر الأحمر FACSCanto II هي 660/20 و 780/60. ضوء المرشح المنبعث من الخلايا الملطخة في نطاق معين من الأطوال الموجية ، وتقرأها على أنها 600nm +/- 10nm و 780nm +/- 30nm ، على سبيل المثال.

يمكنك إعداد برنامجك ليكون أرقام FL أو فلوروفور ، ولكن ما تحتاج إلى معرفته هو ما هو المرشح FL1 وما إلى ذلك؟ أجهزة قياس خلوي نموذجية مثل FACSAria ، هذه هي FL1 = FITC ، FL2 = PE ، FL3 = 7AAD ، PerCP / Cy5.5 ، إلخ ، FL4 = APC.

لذلك استخدمت مجموعة حرارية حية / ميتة ، يرجى تزويدنا أيضًا بأرقام الكتالوج.

ما نريد القيام به هو أخذ المعلومات حول الأصباغ الخاصة بك وعن مقياس الخلوي الخاص بك والتوفيق بينها لتحديد القناة التي يجب أن يتألق فيها. يبدو 488 نانومتر مثل FITC أو FL1 و 570 نانومتر يشبه PE أو FL2 ، لكن هذه تشبه أشعة الليزر ، بينما تريد أن تخبرني عن انبعاث الصبغة لمطابقتها مع قناة ، باستخدام المعلومات حول تكوين جهازك!

بالنسبة للبرامج ، هناك عدد من الخيارات الجيدة والمكلفة مثل FCS Express و FlowJo ولكنها مكلفة. معرفة ما إذا كان جوهرك أو ما لديك هذه المتاحة لك لاستخدامها في الموقع. خلاف ذلك ، قد يحتاج برنامج قياس الخلايا الموجود على متن الطائرة مثل FACSDiva إلى الاكتفاء ، وغالبًا ما يفعل ذلك. لقد استخدمت بعضًا منها "المجانية" ولكنها شديدة الشدة و / أو سيئة الاستخدام.

تتمتع R ببعض الفوائد في التحليل عالي الأبعاد ، ولكن يجب أن تكون قادرًا على استخدام R بطلاقة ، ولا يمكنك رسم بوابات يدوية. توجد حزم مفيدة مع وثائق جيدة مثل X-cyt (معهد واسع). وللحصول على التصور مثل PCA و t-SNE ، فإن R لديها الكثير من الوثائق لبيانات التدفق. ضع في اعتبارك أيضًا أن R يقوم بتحميل كل شيء في ذاكرة الوصول العشوائي ، لذا قد يكون أداء جهاز كمبيوتر أبطأ 2-4 جيجابايت ضعيفًا.

لبدء تحليلك ، سأطلب لماذا استخدمت صبغتين؟ يتفاعل خط إنتاج LIVE / DEAD مع الأمينات الحرة التي توجد داخل الخلية وخارجها. تحتوي الخلايا المحتضرة على أغشية أكثر نفاذاً وتتناول المزيد من الصبغة. لذلك عندما تقوم بتحليل الخلايا ، يكون كل شيء إيجابيًا ، لكن الخلايا الميتة والمحتضرة هي 1-2 سجلات أعلى كثافة للتلطيخ مقارنة بالسكان الأحياء.

لذا فإن أول شيء تحتاجه أي تجربة تدفق هو الضوابط. لديك ضوابط غير ملوثة ، وضوابط FMO وضوابط التعويض. يمنحك غير الملوث فكرة عن مورفولوجيتك عن طريق تشتت الضوء ، ولكن بالنسبة للتجارب منخفضة الأبعاد يمكن أن تكون بمثابة FMO. FMO أو الفلورة ناقص واحد عبارة عن خلية ملطخة بكل شيء في لوحة الجسم المضاد / الصبغة باستثناء علامة واحدة ، بحيث يمكنك المقارنة مع العينة الملطخة بالكامل ومعرفة مكان رسم البوابة الخاصة بك. تساعد عناصر التحكم في التعويض مقياس الخلوي على تصحيح حقيقة أن المرشحات تلتقط الانبعاثات من الفلوروفورات الأخرى غير الهدف. لديك أيضًا تحكم بيولوجي ، وهو أمر جيد ، لأنك تريد دائمًا أن ترى مكان وجود مجموعة سكانية إيجابية وسلبية واضحة على مخططات النقاط أو الرسوم البيانية. تساعدك الخلايا الحية على معرفة مكان الإيجابيات والسلبيات ولكن قد يكون لها إشارات إيجابية ضعيفة ، وستكون للخلايا غير الملوثة مجموعة سالبة يتم إزاحتها إلى أسفل بمقدار 1/2 لوغاريتم أو نحو ذلك لأنها لا تحتوي على أي صبغة على الإطلاق. ستظهر لك الخلايا الملطخة الميتة إشارة إيجابية قوية وربما إشارة سلبية ضعيفة. استخدم هذه لرسم البوابات الخاصة بك.

لذلك قم بتعويض البيانات إلكترونيًا ببرنامجك (اتبع الدليل) ، وقم بإنشاء dotplot باستخدام FSC-A و SSC-A على المحاور. ستخبرنا التجربة فقط كيف تبدو خلاياك في هذه المؤامرة ، ولكن كمرجع ، ستحب عينة الدم أو الكريات البيض ما يلي:

تريد رسم بوابة حول حيداتك ثم إنشاء مخطط بناءً على بوابة monocyte (على الأقل بوابة الخروج من الحطام). من المفيد أيضًا إجراء المزيد من التجارب للتلطيخ بعلامة أحادية الخلية حتى تتمكن من تفريغ كل شيء ما عدا الخلايا المستهدفة ، لذا استخدم CD14 ، على سبيل المثال ، المخصص للخلايا الأحادية.

في النقطة التالية ، اجعل المحاور FSC-A و FSC-H. هذه خطوة تمييز مزدوجة حيث يساعد تحجيم منطقة الليزر قبل تشغيل جهاز قياس الخلايا كثيرًا (راجع خبيرك الأساسي). المبدأ هنا هو إخراج (التخلص من) الخلايا الملتصقة معًا:

ثم تريد البحث عن الخلايا المستهدفة. إذا كانا كلاهما صبغات حية / ميتة ، فستحصل على نفس الإشارة على قناتين مختلفتين ، لذلك ربما يمكنك اختيار واحدة ، مثل اللون الأخضر الحي / الميت.

يمكنك عمل رسم بياني لـ FL1 بناءً على الخلايا المحفوظة في المخطط المزدوج. يجب أن ترى قمتين منفصلتين على سجل أو محور كثافة محوّل ثنائي الأسي (أساس العرض -10 جيد للاستخدام ، لكن FACSDiva يقوم بذلك تلقائيًا). يعد أساس العرض عاملاً مساعدًا يقوم بضغط البيانات حول 0 ، لذلك تصبح المجموعات السكانية السلبية أصغر وتحصل على دقة أفضل بين المجموعات السكانية الإيجابية.

يمكنك رسم بوابة ثنائية الاتجاه بين الذروة الموجبة والسالبة أو بوابة النطاق حول الموجب ، وتحديد إخبار البرنامج لتوليد الإحصائيات للحصول على النسب المئوية الخاصة بك. ويمكنك تكرار الصبغة FL2 / الحمراء للحصول على تلك النسب أيضًا ، لكن كلا المحددين ينظران إلى نفس الشيء.

بعد ذلك ، قم بتطبيق هذه البوابات على جميع عيناتك وضبط البوابات بناءً على شكل البيانات.

يرجى تجربة هذا العرض التقديمي: https://www.slideshare.net/richardhastings589/kumc-introduction-to-flow-cytometry


أكبر 4 أخطاء يرتكبها العلماء أثناء تجارب فرز الخلايا متعددة الألوان

يعد فرز الخلايا متعدد الألوان عملية معقدة ويمكن أن تكون بعض الأخطاء العلمية شائعة.

يمكن أن تؤدي الأنواع متعددة الألوان غير الناجحة إلى بيانات خاطئة ونتائج غير حاسمة. من ناحية أخرى ، يمكن أن تؤدي الأنواع المتعددة الألوان الناجحة إلى نتائج ممتازة وتؤدي إلى استنتاجات ديناميكية.

يتطلب فرز الخلايا متعدد الألوان الناجح اهتمامًا خاصًا بالتخطيط.

يمكن أن يؤدي استخدام استراتيجيات إعداد محددة لتجربتك إلى إنشاء نظام مبسط لعملية معقدة بخلاف ذلك. على سبيل المثال ، يمكن أن توفر لك هذه الخطوات والاستراتيجيات المهمة لتجارب الفرز متعدد الألوان الوقت وتعظيم النتائج.

عند إعداد تجربة متعددة الألوان ، فإن الأخطاء الأكثر شيوعًا هي الفشل في ضبط الفولتية PMT بشكل صحيح ، والفشل في استخدام صبغة الجدوى ، والفشل في معالجة التمييز المزدوج بشكل صحيح ، والفشل في تعيين مناطق الفرز الصحيحة والبوابات. يعد التخلص من هذه الأخطاء الأربعة أمرًا مهمًا لأي نوع من تجارب قياس التدفق الخلوي ، ولكن بشكل خاص لتجارب فرز خلايا قياس التدفق الخلوي.

يجب تجنب الأخطاء الأربعة التالية قبل مرحلة الإعداد ، والتي يجب تنفيذها مباشرة قبل الفرز. يجب تضمين مرحلة الإعداد هذه كجزء من عملية التخطيط والتحسين والتجربة للتجربة لمنحك أفضل نتائج فرز الخلايا الممكنة.

فيما يلي 4 أخطاء شائعة في فرز الخلايا متعددة الألوان يجب تجنبها & # 8230


قياس التدفق الخلوي في علم الأحياء التناسلي البشري

قياس التدفق الخلوي (FC) هي تقنية تحليلية في علم الخلايا تم استخدامها على نطاق واسع لعقود. له العديد من المزايا مقارنة بالطرق الأخرى المماثلة لدراسة بيولوجيا الخلية ، حتى على أساس جزيئي. يسمح FC بالتحليل خلية تلو الأخرى للعديد من الميزات البصرية أو المناعية في نفس العينة ، وفي نفس الوقت ، وبمعدل آلاف الخلايا في الثانية ، مما يؤدي إلى توليد كميات هائلة من البيانات وبالتالي توفير معلومات غير محدودة تقريبًا والتي تعد إحصائيًا قوي بسبب عدد الوحدات التي تمت دراستها. الهدف من هذه المراجعة هو وصف مساهمة FC في دراسة العمليات الفسيولوجية والمرضية المتعلقة بالتكاثر البشري ، ومناقشة كيفية استخدام هذه التقنية في البحث ، وكذلك تطبيقاتها السريرية في هذا المجال. لقد استخدمنا بعض الأمثلة العملية المختارة من أكثر الدراسات ذات الصلة ضمن نطاق واسع من التحقيقات المنشورة في الأدبيات ، كما اعتمدنا أيضًا على تجربتنا الخاصة في استخدام قياس التدفق الخلوي لدراسة الظواهر المختلفة المتعلقة بالتكاثر. يُستنتج أن FC هو أداة مفيدة للتحقيق الأساسي في قضايا أمراض النساء ، وكذلك لدراسة الخصائص الإنجابية للذكور ، إما في التطبيقات البحثية أو مباشرة لأغراض التشخيص السريري. سيسمح التطوير المستقبلي لهذه التقنيات بمزيد من التقدم في كل من معرفتنا وتحسين تقنيات الاستنساخ المساعدة.


الفرق بين عرض الخطي والسجل في التدفق الخلوي

يعد عرض البيانات أمرًا أساسيًا لقياس التدفق الخلوي ويؤثر بشدة على الطريقة التي نفسر بها المعلومات الأساسية.

أحد أهم جوانب بيانات قياس التدفق الخلوي هو نوع المقياس. تأتي مقاييس بيانات قياس التدفق الخلوي في نوعين ، الخطي واللوغاريتمي (اللوغاريتمي) ، والتي تحدد كيفية تنظيم البيانات على المخططات. فهم هذين المقياسين أمر بالغ الأهمية لتفسير البيانات.

لنبدأ من البداية ، حيث يتم إنشاء الإشارة ، وتتبع مسارها على طول الطريق من الكاشف إلى الشاشة.

وراء كل نقطة بيانات قياس التدفق الخلوي هو ما نسميه النبضة. النبضة هي خرج إشارة من كاشف يتم إنشاؤه أثناء عبور الجسيم لشعاع الليزر بمرور الوقت. عندما تمر الخلية عبر شعاع الليزر ، تزداد شدة الإشارة من الكاشف ، وتصل إلى الحد الأقصى ، وتعود أخيرًا إلى خط الأساس حيث تغادر الخلية شعاع الليزر. إن مجمل حدث الإشارة هذا هو النبض (انظر الشكل 1).

شكل 1: تبدأ نبضة الجهد عندما تدخل الخلية الليزر ، وتصل إلى الحد الأقصى عندما تكون الخلية مضاءة بأقصى حد ، ثم تعود إلى خط الأساس عندما تخرج الخلية من الحزمة.

كل هذا جيد ، لكن النبضة الكهربائية ليست مفيدة لنا في حد ذاتها. نحن بحاجة إلى استخراج نوع من المعلومات منه لقياس الخصائص البيولوجية التي نسعى إليها. هذا هو المكان الذي تلعب فيه إلكترونيات مقياس الخلوي (التي تساهم بشكل كبير في ثقل أداء نموذج مقياس خلوي معين وعلامة السعر).

تستخدم الأدوات الحديثة الإلكترونيات الرقمية. هذا يعني أن شدة الإشارة على مدار النبضة يتم ترقيمها بواسطة محول تناظري إلى رقمي (ADC) قبل استخراج المعلومات منه.

لم يكن هذا هو الحال في الماضي ، عندما كانت معظم الأنظمة تستخدم الإلكترونيات التناظرية. في الأنظمة التناظرية ، تُحسب المعلومات حول النبضة داخل الدائرة نفسها ، ويتم ترقيمها لغرض وحيد هو إرسال البيانات إلى الكمبيوتر لعرضها.

بغض النظر عن الجهاز ، فإن نوع البيانات المقدمة حول النبض هو نفسه: المساحة والارتفاع والعرض (انظر الشكل 2). هذه المعلمات النبضية الثلاثة هي ما يتم عرضه في النهاية على المخططات.

الشكل 2: ثلاث خصائص لنبض الجهد: المساحة والارتفاع والعرض.

تُستخدم المساحة والارتفاع كقياسات لشدة الإشارة ، بينما يُستخدم العرض غالبًا لتمييز خلية مفردة من خليتين مررتان عبر الليزر بالقرب من بعضهما البعض ، لدرجة أن مقياس السيتومتر يصنفهما على أنهما حدث واحد (حدث مزدوج).

عادةً ، في مخططات قياس التدفق الخلوي ، سترى المحور أو المقياس المسمى بامتداد أ, ح، أو دبليو للدلالة على معلمة النبض التي يتم عرضها (على سبيل المثال "FITC-A" أو "FITC-H" أو "FITC-W").

من المهم أن نلاحظ أن كل معالجة النبض تتم في نظام إلكترونيات مقياس الخلوي ، وليس في الكمبيوتر.

والسبب في ذلك هو أن السرعة المطلوبة للمعالجة يمكن أن تتجاوز ما هو ممكن مع الكمبيوتر واتصال إيثرنت الخاص به. في ضوء ذلك ، يمرر مقياس الخلوي جميع قياسات النبض ، التي تمت معالجتها وتعبئتها بدقة ، إلى الكمبيوتر وبرنامج قياس الخلايا الذي يرسم البيانات.

هذا عندما يصبح تحجيم قطعة الأرض مهمًا.

نطاق مستويات الإشارة التي ينقلها جهاز قياس الخلايا إلى الكمبيوتر كبير للغاية ، وهي وظيفة من وظائف ADC الخاصة بجهاز قياس الخلايا. يحدد عدد بتات ADC عدد القيم التي يتكون منها هذا النطاق من الإشارات.

على سبيل المثال ، يمكن لـ ADC 24 بت تقسيم نطاق الإشارات إلى 16777.216 (2 24) قيمة منفصلة. (لاحظ أن كل قناة مبعثرة أو مضان تحصل على ADC الخاص بها ، وبالتالي فإن عدد ADCs يساوي العدد الإجمالي للمعلمات على الجهاز.) لذلك ، يمكن تعيين إشارة FITC الأكثر قتامة على أداة المثال هذه بقيمة 1 بينما ألمع FITC يمكن تعيين إشارة بقيمة 16.277.216.

على الرغم من أن دقة كل إشارة يتم تخصيصها بـ 24 قيمة مختلفة ، فإن هذا النوع من الدقة جيد جدًا بحيث لا يكون مفيدًا في مقاييس المؤامرات.

إذا عكس مقياس الرسم البياني هذه القيم العديدة ، فستنتشر الأحداث بين العديد من القنوات التي سنحتاجها لجمع ملايين الأحداث لمعرفة القمم والمجموعات التي اعتدنا عليها.

علاوة على ذلك ، لا تتمتع شاشات الكمبيوتر بالدقة المطلوبة لرسم النقاط على هذا المقياس. حتى لو فعلوا ذلك ، ستكون النقاط صغيرة جدًا ولن نتمكن من رؤيتها على الشاشة.

الحل المستخدم عالميًا هو تقليص القرار المتعلق بالمخططات إلى درجة أكثر عملية ، لكنها لا تزال مفيدة.

بدلاً من تقسيم المقياس إلى ملايين الوحدات ، نقسمه إلى 256 (أو ، في بعض الحالات ، 512) وحدة تسمى القنوات.

بالنسبة لنظام 256 قناة ، نخصص جميع القيم الرقمية البالغ عددها 16.277.216 بشكل متساوٍ بين القنوات ، بحيث تحتوي كل واحدة على 65.536 قيمة منفصلة (16277.216 مقسومة على 256). يمكن أن تحتوي القناة 1 حتى 65.536 حدثًا خافتًا ، بينما يمكن للقناة 256 أن تحتوي على 65.536 حدثًا أكثر سطوعًا.

هذا النوع من المقياس خطي لأن الخطوات المكافئة في المسافة المكانية على المقياس تمثل تغييرات خطية في البيانات. كما هو موضح في الشكل 3 ، تتحرك مسافة x يعكس تغيير 64 قناة ، بغض النظر عما إذا كانت نقطة البداية هي القناة 0 أو القناة 64 أو القناة 192.

على هذا النحو ، فإن السمة الرئيسية للمقياس الخطي هي أن القنوات يتم توزيعها بالتساوي على طول المقياس: المسافة بين القناة 1 والقناة 2 هي نفس المسافة بين القناة 100 والقناة 101.

الشكل 3: على المقياس الخطي ، تكون القنوات متباعدة بشكل متساوٍ.

المقياس الخطي لطيف بالتأكيد ، ولكن ماذا يحدث إذا كان يجب رسم مجموعتين من السكان بمستويات مختلفة جدًا من الشدة معًا؟ هذا هو الوضع الشائع في قياس التدفق الخلوي ، حيث يتم تصور الخلايا غير الفلورية على نفس قطعة الأرض مثل الخلايا الفلورية الزاهية.

في هذه الحالة ، تصبح قطعة الأرض ذات القياس الخطي أقل فائدة بكثير ، حيث سيكون من الصعب جدًا رؤية كل من الخلايا الفلورية وغير الفلورية في نفس الوقت ، بغض النظر عن جهد PMT الذي نستخدمه. إما أن يتم حشر جميع الخلايا غير الفلورية في القنوات القليلة الأولى ، أو سيتم حشر جميع الخلايا الفلورية في القنوات القليلة الأولى.

هذا هو المكان الذي يلعب فيه المقياس اللوغاريتمي.

مقياس اللوغاريتمات هو مقياس تمثل فيه الخطوات في المسافة المكانية على المقياس تغييرات في قوى 10 (عادةً) في البيانات.

بمعنى آخر ، يسمح لنا تحريك مقياس لوغاريتمي بمقدار ربع المقياس بالانتقال من القناة 1 إلى القناة 10 (انظر الشكل 4). نقل مسافة ربع أخرى إلى المقياس لا يجعلنا ننتقل إلى القناة 20 ولكن للقناة 100 ، وهي قوة 10.

الشكل 4: على مقياس لوغاريتمي ، تكون القنوات متباعدة بشكل غير متساوٍ بحيث يمكن للمرء أن يتخيل كلاً من الإشارات العالية والمنخفضة على نفس المؤامرة.

تعتبر مقاييس اللوغاريتمات جيدة حقًا في تسهيل تصور البيانات بمتوسطات مختلفة جدًا ، وهي منظمة في عقود. تم وضع علامة على مقياس سجل من أربعة عقود: 10 1 ، 10 2 ، 10 3 ، 10 4 ، لذلك فهو يحتوي على 10000 قناة في المجموع.

الأهم من ذلك ، على الرغم من أن كل قناة تحتوي على نفس العدد من القيم الرقمية ، إلا أن قنوات البيانات لا يتم توزيعها بالتساوي عبر المقياس.

العقد الأول ، من 10 0 إلى 10 1 ، يحتوي على 10 قنوات (القناة 1 إلى القناة 10). العقد الثاني ، على الرغم من أنه يشغل نفس المساحة على المقياس ، لا يحتوي على 10 بل 90 قناة (11 إلى 100). والعقد الرابع من 10 3 إلى 10 4 - يحتل نفس المساحة مثل كل عقد آخر - يحتوي على 9000 قناة هائلة (1001 إلى 10000).

على مقياس السجل ، يتم ضغط البيانات بدرجة أكبر بكثير عند الطرف الأعلى مما هي عليه في النهاية المنخفضة ، وهذه الخاصية بالذات هي التي تجعلها جيدة جدًا لتمثيل البيانات بصريًا بمتوسطات مختلفة جدًا (انظر الشكل 5).

الشكل 5: تأثيرات التحجيم الخطي مقابل اللوغاريتمي على دقة حبات 8 ذروة. تم تشغيل مجموعة حبات Spherotech ذات 8 ذروة على أداة DIVA مع مقياس لوغاريتم (يسار) أو مقياس خطي (يمين). تم وضع القمة الثامنة ، على نطاق واسع ، في أقصى يمين قطعة الأرض. كما يتضح ، بدون قياس البيانات في السجل ، لا يمكن حل القمم الستة السفلية.

من المهم جدًا أن تضع في اعتبارك أنه في عالم القياس الخلوي الرقمي ، فإن هذه المقاييس هي مجرد طرق تصور ، ومثل مصفوفة التعويض ، ليس لها أي تأثير على البيانات الأساسية. يتم تطبيق المقاييس بواسطة برنامج القياس الخلوي ، وليس أجهزة القياس الخلوي.

بالمناسبة ، لم يكن هذا هو الحال في الأنظمة التناظرية القديمة التي طبقت التحول اللوغاريتمي في إلكترونيات جهاز قياس الكريات باستخدام مكبرات الصوت اللوغاريتمية ، لذلك كانت البيانات المتدفقة إلى الكمبيوتر "تم تحويل السجل" بالفعل قبل أن تصل إلى البرنامج.

في هذه المرحلة ، ربما تتساءل عن الجوانب العملية لهذه المقاييس: متى يجب استخدام المقياس الخطي ومتى يجب استخدام مقياس اللوغاريتمات؟

عادة ، يتم استخدام المقياس الخطي لقياسات تشتت الضوء (حيث تختلف الجسيمات بمهارة في شدة الإشارة) ويستخدم مقياس السجل للفلورة (حيث تختلف الجسيمات بشكل صارخ في الإشارة).

ومع ذلك ، فالأمر ليس بهذه البساطة دائمًا.

بالنسبة لمعظم قياس التدفق الخلوي على خلايا الثدييات ، فإن نطاق إشارات الانتثار الأمامية والجانبية المتولدة من جميع الجسيمات في عينة واحدة ليس واسعًا بما يكفي لضمان مقياس سجل للتصور المناسب.

قد يتراوح حجم الجسيمات من بضعة ميكرونات إلى أكثر من 20 ميكرون في عينة نموذجية ، لذا فإن النطاق الكامل للجسيمات سيكون سعيدًا على نطاق واسع باستخدام مقياس خطي. في الواقع ، قد يؤدي المقياس اللوغاريتمي إلى نتائج عكسية في هذه الحالة ، حيث يضغط النطاق ويجعل من الصعب التمييز بين مجموعات خلايا الدم المختلفة عن بعضها البعض ، على سبيل المثال.

ومع ذلك ، فإن التشتت الجانبي على مقياس اللوغاريتم يمكن أن يكون مفيدًا للغاية ، خاصة عند قياس العينات "الفوضوية" مع أنواع مختلفة من الخلايا ، مثل تلك الناتجة من الأنسجة الصلبة المنفصلة.

بالإضافة إلى ذلك ، تأكد من استخدام كل من التبعثر الأمامي والجانبي على مقياس اللوغاريتم عند قياس الجسيمات الدقيقة أو العينات الميكروبيولوجية مثل البكتيريا. تولد هذه الأنواع من الجسيمات إشارات مبعثرة خافتة قريبة من ضوضاء مقياس الخلوي ، لذلك غالبًا ما يكون من الضروري تصور الإشارة على مقياس سجل لفصل الإشارة عن ضوضاء التشتت.

تتضمن قياسات الإسفار عادةً مجموعات سكانية تختلف اختلافًا كبيرًا في الشدة ، وبالتالي تتطلب مقياسًا لوغاريتميًا للتصور. هذا هو الحال عند قياس الإشارة من التألق المناعي ، أو البروتينات الفلورية ، أو الأصباغ القابلة للحياة ، أو معظم الأصباغ الوظيفية.

ومع ذلك ، هناك استثناء رئيسي: تحليل دورة الخلية. عادة ما يتم إجراء تحليل دورة الخلية عن طريق قياس التدفق الخلوي عن طريق قياس محتوى الحمض النووي عبر التألق. تحتوي الخلايا في G2 / M على ما يصل إلى ضعف كمية الحمض النووي الموجودة في الخلايا الأخرى ، لذلك نحتاج إلى رؤية اختلافات صغيرة نسبيًا في شدة الإشارة من أجل تقييم حالة دورة الخلية.

لذلك ، يجب تصور تحليل دورة الخلية على مقياس خطي.

نأمل أن يلقي هذا التفسير بعض الضوء على القياس. تعد معرفة كيفية عرض بياناتك بشكل صحيح جزءًا مهمًا من الاتصال العلمي. تذكر استخدام القياس الخطي لمعظم معلمات التشتت ، أو عندما تحتاج إلى تصور التغييرات الصغيرة ، وتسجيل القياس لمعظم معلمات التألق ، أو عندما تحتاج إلى تصور نطاق واسع من القيم. كما هو الحال دائمًا في قياس التدفق الخلوي ، هناك بالتأكيد استثناءات ، ولكن مسلحًا بهذه المعرفة ، يجب أن تكون قادرًا على إصدار أحكام مستنيرة حول أنواع المقاييس التي يجب استخدامها في الاختبارات المختلفة ولتفسير بياناتك بشكل أفضل. تدفق سعيد!

لمعرفة المزيد حول الفرق بين شاشات العرض الخطية والسجلات في قياس التدفق الخلوي ، وللحصول على جميع المواد المتقدمة بما في ذلك 20 مقطع فيديو تدريبًا وعروضًا تقديمية وكتاب عمل وعضوية المجموعة الخاصة ، احصل على قائمة انتظار فصل إتقان التدفق الخلوي.

تيم بوشنيل حاصل على درجة الدكتوراه في علم الأحياء من معهد Rensselaer Polytechnic. وهو مؤسس مشارك لشركة ExCyte ، وهي شركة رائدة في مجال التدريب على قياس التدفق الخلوي في العالم ، والتي تفتخر المؤسسة بمكتبة حقيقية من الموارد داخل المختبر حول التسلسل والفحص المجهري والموضوعات ذات الصلة في علوم الحياة.


نظرة عامة على الحديث

يعطي الدكتور Malte Paulsen مقدمة لقياس التدفق الخلوي مع شرح ممتاز للمبادئ الأساسية التي تحكم هذه التقنية. يشرح كيف يتم استخدام تدفق السوائل لتركيز عينة في شعاع الليزر. تتشتت الضوء الصادر عن الليزر بواسطة الخلايا الموجودة في العينة وتوفر درجة التشتت معلومات حول الكثافة الضوئية للخلية والخصائص الأخرى. في قياس التدفق الخلوي التقليدي ، يتم استخدام الليزر في المقام الأول لإثارة الأجسام المضادة الفلورية المرتبطة بأنواع خلايا معينة. كاشف مع مرشحات مختلفة يسمح بتشريح أطوال موجية محددة من التألق الكلي. يمكن بعد ذلك عرض هذه الإشارة بطرق توفر معظم المعلومات حول نوع الخلية محل الاهتمام.


مقدمة في قياس التدفق الخلوي

يعد قياس التدفق الخلوي طريقة مستخدمة على نطاق واسع لتحليل التعبير عن سطح الخلية والجزيئات داخل الخلايا ، وتوصيف وتحديد أنواع الخلايا المختلفة في مجموعة خلايا غير متجانسة ، وتقييم نقاء المجموعات السكانية الفرعية المعزولة ، وتحليل حجم الخلية وحجمها. يسمح بتحليل متعدد المعلمات في وقت واحد للخلايا المفردة.

يتم استخدامه في الغالب لقياس شدة التألق التي تنتجها الأجسام المضادة التي تحمل علامات الفلورسنت التي تكشف عن البروتينات ، أو الروابط التي ترتبط بجزيئات محددة مرتبطة بالخلايا مثل بروبيديوم يوديد الملزمة للحمض النووي.

يتضمن إجراء التلوين عمل تعليق أحادي الخلية من زراعة الخلايا أو عينات الأنسجة. ثم يتم تحضين الخلايا في أنابيب أو ألواح ميكروتيتر مع أجسام مضادة غير مسماة أو تحمل علامات الفلوروكروم ويتم تحليلها على مقياس التدفق الخلوي.

إذا كنت تتطلع إلى التعامل مع تحليل التدفق الخلوي ، فراجع تدريبنا المجاني على قياس التدفق الخلوي عبر الإنترنت.

محتويات

مقياس التدفق الخلوي: السوائل

الشكل 1. نظرة عامة على مقياس التدفق الخلوي. يقوم سائل الغمد بتركيز تعليق الخلية ، مما يتسبب في مرور الخلايا عبر شعاع الليزر خلية واحدة في كل مرة. تم الكشف عن الضوء الأمامي والجانبي المنتشر ، وكذلك التألق المنبعث من الخلايا الملطخة.

عندما يتم تشغيل تعليق الخلية من خلال مقياس الخلوي ، يتم استخدام سائل الغمد لتركيز تعليق الخلية بشكل هيدروديناميكي من خلال فوهة صغيرة. يمر تيار السائل الصغير بالخلايا عبر ضوء الليزر خلية واحدة في كل مرة (الشكل 1).

يتم الكشف عن الضوء المنتشر من الخلايا أو الجسيمات أثناء مرورها عبر شعاع الليزر. الكاشف الموجود أمام شعاع الضوء يقيس الانتثار الأمامي (FS) والعديد من الكاشفات إلى جانب الانتثار الجانبي للقياس الجانبي (SS). تقوم أجهزة الكشف عن التألق بقياس التألق المنبعث من الخلايا أو الجسيمات المصبوغة بشكل إيجابي.

مقياس التدفق الخلوي: قياس تشتت الضوء الأمامي والجانبي

تنتشر الخلايا أو الجسيمات التي تمر عبر الحزمة الضوئية ، والتي يتم الكشف عنها على أنها FS و SS. يرتبط FS بحجم الخلية ويتناسب SS مع حجم الخلايا. بهذه الطريقة ، غالبًا ما يمكن تمييز مجموعات الخلايا بناءً على الاختلافات في حجمها ودرجة تفصيلها وحدها.

الشكل 2. تشتت الضوء بينما يستجوب الليزر الأخضر الخلية. يرتبط اتجاه الضوء المنتشر بواسطة الخلية بحجم الخلية ودقتها.

مثال مفيد على ذلك هو عند تشغيل عينات الدم على مقياس التدفق الخلوي.

  • تنتج الخلايا الحبيبية الأكبر حجمًا والأكثر حبيبة عددًا كبيرًا من السكان مع ارتفاع SS و FS.
  • الخلايا الوحيدة هي خلايا كبيرة ، ولكنها ليست حبيبية جدًا ، لذا فهي تنتج مجموعة منفصلة مع FS مرتفع ولكن SS أقل.
  • تنتج الخلايا الليمفاوية الأصغر والأرومات اللمفاوية مجموعة منفصلة مع أقل من FS. إنها ليست خلايا حبيبية ، لذا فهي تحتوي أيضًا على SS منخفضة.

لذلك ، يمكن فصل هذه الخلايا إلى مجموعات سكانية مختلفة بناءً على FS و SS وحدها.

الشكل 3. مؤامرة نقطة من FS مقابل SS. تمثل كل نقطة خلية واحدة يتم تحليلها بواسطة مقياس التدفق الخلوي. يتم تحديد الموضع المميز لمجموعات الخلايا المختلفة من خلال الاختلافات في حجم الخلية ودرجة التفصيل. مرجع الصورة: رايلي وإيدوو. مبادئ وتطبيقات قياس التدفق الخلوي *.

مقياس التدفق الخلوي: قياس الضوء المتناثر والفلورة

بالإضافة إلى فصل الخلايا بناءً على FS و SS ، يمكن أيضًا فصل الخلايا عن طريق ما إذا كانت تعبر عن بروتين معين. في هذه الحالة ، غالبًا ما يستخدم الفلوروكروم لتلطيخ البروتين المطلوب. تبعث الفلوروكرومات المستخدمة في الكشف عن البروتينات المستهدفة الضوء عندما يتم تحفيزها بواسطة الليزر مع طول موجة الإثارة المقابل. يمكن الكشف عن هذه الخلايا أو الجزيئات الملونة الفلورية بشكل فردي.

يتم تقسيم الضوء الأمامي والجانبي والفلورة من الخلايا الملطخة إلى أطوال موجية محددة وتوجيهها بواسطة مجموعة من المرشحات والمرايا داخل مقياس التدفق الخلوي. يتم ترشيح ضوء الفلورسنت بحيث يكتشف كل جهاز استشعار التألق عند طول موجي محدد فقط. تسمى هذه المستشعرات أنابيب ضخ الصورة (PMTs).

الشكل 4. يتم ترشيح ضوء الفلورسنت بحيث يكتشف كل PMT طول موجي محدد. تقوم PMTs بتحويل طاقة الفوتون إلى إشارة إلكترونية - جهد.

في المثال الموضح في الشكل 4 ، ستكتشف قناة PMT (الفلوريسين أيزوثيوسيانات) FITC الضوء المنبعث من FITC بطول موجة يبلغ حوالي 519 نانومتر. ستقوم قناة PE PMT بالكشف عن الضوء المنبعث من PE (phycoerythrin) بطول موجة 575 نانومتر. سوف يكتشف كل PMT أيضًا أي فلوروكروم آخر ينبعث من نفس الطول الموجي للفلوروكروم الذي يكتشفه.

يتم استخدام مرشحات مختلفة في مقياس التدفق الخلوي لتوجيه الفوتونات ذات الطول الموجي الصحيح لكل PMT (الشكل 5).

الشكل 5. مرشحات في مقياس التدفق الخلوي. تسمح مرشحات تمرير النطاق (BP) بنقل الفوتونات التي لها أطوال موجية ضمن نطاق ضيق. تسمح مرشحات التمرير القصير (SP) بنقل الفوتونات إلى ما دون الطول الموجي المحدد.

تسمح مرشحات التمرير الطويل (LP) بنقل الفوتونات فوق طول موجي محدد. يتم وضع المرشحات / المرايا ثنائية اللون (مثل مرايا LP ثنائية اللون) بزاوية 45 درجة لشعاع الضوء.

في مرشح مزدوج اللون ذي مسار طويل ، تنتقل الفوتونات التي يزيد طولها الموجي إلى الأمام مباشرة ، بينما تنعكس الفوتونات التي تقل عن الطول الموجي المحدد بزاوية 90 درجة.

قياس الإشارة

عندما تمر الخلية الفلورية عبر شعاع الليزر ، فإنها تخلق ذروة أو نبضة لانبعاث الفوتون بمرور الوقت. يتم اكتشافها بواسطة PMT وتحويلها إلى نبضة جهد ، تُعرف باسم حدث. يُقاس إجمالي ارتفاع النبضة ومساحتها بمقياس التدفق الخلوي. منطقة نبض الجهد المقاسة سوف ترتبط مباشرة بكثافة التألق لهذا الحدث.

الشكل 6. يقيس PMT منطقة النبض للجهد الذي تم إنشاؤه في كل مرة تطلق فيها خلية مشعة فوتونات. عندما لا تمر الخلايا الفلورية عبر البصريات ، لا يتم إصدار فوتونات ولا يتم الكشف عن أي إشارة. عندما تمر الخلية ذات العلامات الفلورية عبر البصريات ويتم استجوابها بواسطة الليزر ، تنبعث الفوتونات وبالتالي تزداد شدة الجهد المقاس. عندما تكمل كل خلية مشعة مسارها عبر شعاع الليزر ، فإن هذا يترك نبضًا من الجهد بمرور الوقت.

تُحسب منطقة النبضة عن طريق إضافة قيم الارتفاع لكل شريحة زمنية من النبضة ، والتي تحددها سرعة المحول التناظري إلى الرقمي (ADC) ، والتي تبلغ 10 ميجاهرتز (أي 10 ملايين في الثانية أو 10 لكل ميكروثانية).

يتم تخصيص قنوات لهذه الأحداث بناءً على شدة النبض (منطقة النبض). يمكن تضخيم هذه الإشارة عن طريق رفع الجهد الذي يمر عبر PMT.

الشكل 7. رسم بياني معلمة واحد يرسم رقم القناة مقابل عدد الأحداث. عادة ما يتم عرض القنوات على مقياس لوغاريتمي على المحور س.

يتم إعطاء رقم قناة لكل حدث اعتمادًا على شدته المقاسة ، وكلما زادت كثافة التألق ، زاد رقم القناة المخصص للحدث.

الشكل 8. قياسات شدة الإسفار للحصول على نتيجة سلبية وإيجابية. النتيجة السلبية الموضحة على اليسار ليس لها تلطيخ والعديد من الأحداث في شدة التألق المنخفضة. تظهر نتيجة إيجابية على اليمين ، وهذا يحتوي على عدد كبير من الأحداث بكثافة عالية مضان.

للحصول على نتيجة إيجابية ، فأنت تبحث عن التحول في الكثافة بين التحكم السلبي والعينات الإيجابية (الشكل 9).

الشكل 9. الجسم المضاد لـ CCR2 (ab21667) تلطيخ لـ PBMC البشري على حيدات. البيانات من Abreview مجهول.

تلطيخ الجسم المضاد

    تلطيخ مباشر:

في تلطيخ التألق المناعي المباشر ، يتم تحضين الخلايا بجسم مضاد مترافق مباشرة مع فلوروكروم (على سبيل المثال FITC). هذا له ميزة أنه يتطلب خطوة حضانة واحدة لجسم مضاد ويزيل إمكانية الارتباط غير المحدد من جسم مضاد ثانوي.

هذا النهج مفيد بشكل خاص للتلوين داخل الخلايا ، حيث يمكن أن تنحصر معقدات فلوروكروم الأضداد الكبيرة بما في ذلك الأجسام المضادة الثانوية مسببة ارتباطًا غير محدد ، أو تفشل في دخول الخلية مما يمنع اكتشاف الأجسام المضادة الأولية.

في التلوين غير المباشر ، لا يتم تمييز الجسم المضاد الأساسي بالفلوروكروم ، ولكن يتم اكتشافه بواسطة جسم مضاد ثانوي يحمل علامة الفلوروكروم. قد يكون هذا الكاشف الثاني جسمًا مضادًا له خصوصية للجسم المضاد الأول. بدلاً من ذلك ، يمكن استخدام نظام أفيدين-بيوتين ، حيث يتم ربط الجسم المضاد بالبيوتين واكتشافه باستخدام أفيدين المسمى بالفلوروكروم.

مع وجود مجموعة واسعة من الأجسام المضادة المترافقة المتاحة الآن ، فإن هذه الطريقة تعني أنه يمكن استخدام الأجسام المضادة الأولية غير المقترنة التي يتم رفعها ضد العديد من الأهداف المختلفة جنبًا إلى جنب مع الجسم المضاد الثانوي المسمى لتحليل نظام مراقبة الأصول الميدانية. هذا يوسع اختيار البروتينات المستهدفة للباحث.

يعتمد تلطيخ المستضدات داخل الخلايا لبروتوكولات قياس التدفق الخلوي على طرق تثبيت ونفاذية مختلفة للسماح بوصول الأجسام المضادة إلى البروتينات الخلوية الداخلية. A successful staining procedure in all cases is dependent on optimization of experimental conditions through titering of antibodies, use of appropriate controls to set up the flow cytometer correctly and optimized fixation and permeabilization procedures.

Selecting a fluorochrome conjugate

The ability of a given antibody to resolve a positive signal from a negative signal often depends on which fluorochrome conjugate is used.

A general guideline for the relative intensities of the various fluorochromes is, from brightest to dimmest, PE, PE-Cy 7, PE-Cy5, APC, APC-Cy7, Alexa Fluor 647®, Alexa Fluor 700®, FITC, Pacific Blue, Alexa Fluor 488®. This is a general pattern some differences in the relative intensities are seen for individual antibodies.

A highly expressed antigen will usually be detected and resolved from the negative control with almost any fluorochrome. An antigen expressed at lower density might require the higher signal to background ratio provided by a brighter PE or APC conjugate to separate the positive cells adequately from the unstained cells.

The relative fluorochrome intensity depends on the instrument. This is because of differences in the laser and filter combinations used on the different instruments. Be sure to use the appropriate FACS instrument.


BD Biosciences offers a comprehensive portfolio of flow cytometry instruments and reagents for cancer biology research

From specimen collection to sample preparation to cell analysis, BD Biosciences offers a multitude of tools.

Sample collection

The BD Vacutainer ® products family can be used for blood cell and biomarker preservation.

Sample preparation tools

The BD Horizon™ Dri Tumor and Tissue Dissociation Reagent (TTDR) offers gentle and effective dissociation with superior epitope preservation. TTDR maximizes cell yields, while minimizing cell death, which allows effective dissociation of a variety of tumor types to enable single cell studies.

Cell staining, characterization and analysis tools

BD Biosciences offers a comprehensive portfolio of over 9,000 immunology and immuno-oncology–related research reagents that are designed for efficient characterizations of cells.

The dried reagent cocktails of BD Horizon™ Dri Panels are predesigned, ready-to-use multicolor panels optimized and tested for memory T cell, monocyte subset and TBNK cell characterization.

Fluorochrome علامة Clone
FITC CD16 4G8
PE HLA-DR L243
PerCP CD14 MΦP9
APC CD192 (CCR2) LS132.1D9
Fluorochrome علامة Clone
FITC CD197 150503
PE-Cy7 CD95 DX2
BD Horizon™ APC-R700 CD27 M-T271
APC-H7 قرص مضغوط3 SK7
BD Horizon™ V450 CD4 SK3
BD Horizon™ V500-C CD8 SK1
BD Horizon Brilliant Violet™ 605 CD45RA HI100
Fluorochrome علامة Clone
BD Horizon Brilliant Violet™ 450 CD20 L27
FITC CD3 SK7
PE CD16 B73.1
PE CD56 NCAM16.2
PerCP-Cy5.5 CD45 2D1 (Hle-1)
APC CD19 SJ25C1
PE-Cy7 CD4 SK3
APC-Cy7 CD8 SK1

In addition to predesigned panels, our Custom Solutions offer contract manufacturing of multicolor panels in lyophilized, liquid and/or dried formats to minimize the error(s) and time associated with manual cocktailing of reagents, increase reagent stability, and significantly enhance performance consistency.

The BD Horizon Brilliant™ Polymer Dyes were developed from advanced Sirigen dye technology, enabling high-parameter flow cytometry experiments for discerning cell populations. The bright dyes help in distinguishing dim cell populations, such as tumor-infiltrating lymphocytes or cells that have few receptors on the surface from other cells in a sample.

From sorting to analysis, our cell sorters, cell analyzers and downstream sequencing and informatics analysis tools provide efficient solutions for cancer biology research.

Our research cell analyzers, such as BD FACSymphony™ Flow Cytometer, can be used for the simultaneous measurement of up to 50 parameters. The BD LSRFortessa™ System can analyze up to 20 parameters.

Our multiomic solutions include the BD Rhapsody™ Single-Cell Analysis System, which enables high-throughput capture and analysis of hundreds of single cells. Our single-cell multiomics reagents portfolio enables the analysis of the entire transcriptome or of targeted genes of interest. Targeted panels like the BD Rhapsody™ Immune Response Panel allow profiling of specific immune cell types.


الاستنتاجات

To summarize, there is a distinct difference between simply scaling data by changing the relative positions of the axis coordinates and scaling the data by changing the histogram bin-widths. The valley and picket fencing artifact associated with the logarithmic binning both result from the effective resolution of the logarithmic histogram increasing as the channel number decreases. The valley artifact results from the resolution increasing so dramatically that the widths of logarithmic channels become so small that the number of events per channel is too low to see any structure. The picket fencing results from improper graphing of the data in the region where the histogram resolution exceeds the resolution of the instrument's ADC's resolution. New transformations that transition between linear and logarithmic binning help to minimize these artifacts and provide a way to display negative data values. The primary motivation of these transformations is to make the data appear more visually intuitive. The transition parameters of these transformations should be held constant whenever data is compared to avoid plots that are visually misleading solely as a result of differing axis scales.


Flow Cytometry: An Overview

Flow cytometry is a technology that provides rapid multi-parametric analysis of single cells in solution. Flow cytometers utilize lasers as light sources to produce both scattered and fluorescent light signals that are read by detectors such as photodiodes or photomultiplier tubes. These light signals are converted into electronic signals that are analyzed by a computer and written to a standardized format (.fcs) data file. Cell populations can be analyzed and/or purified based on their fluorescent or light scattering characteristics. A variety of fluorescent reagents are utilized in flow cytometry. These include fluorescently conjugated antibodies, nucleic acid binding dyes, viability dyes, ion indicator dyes, and fluorescent expression proteins. Flow cytometry is a powerful tool that has applications in immunology, molecular biology, bacteriology, virology, cancer biology, and infectious disease monitoring. It has seen dramatic advances over the last 30 years, allowing unprecedented detail in studies of the immune system and other areas of cell biology. © 2018 by John Wiley & Sons, Inc.

الكلمات الدالة: flow cytometry fluorescence light scatter reagents.

Copyright © 2018 John Wiley & Sons, Inc.

الأرقام

Example of CFSE staining used…

Example of CFSE staining used for proliferation analysis. Human CD4+ T cells were…

Example of BrdU, Ki67 and PCNA used to measure proliferation. Cells from H23…

Example of gating for standard…

Example of gating for standard data analysis using FlowJo 10.3. Cells are first…


Flow Cytometry Channels - Biology

Description of the Facility
FACS Facility
The Flow-Cytometry Facility is located on the Nineth floor, East wing of the Hunter North building. This Facility can provide analyses of up to 7 parameters in eukaryotic cell populations and sort cells under sterile conditions. These analyses can be used to identify and isolate rare cell populations, determine chromosome ploidy in individual cells, study apoptosis, and study cell-signaling, among other applications.

User training for the FACSCalibur(Becton-Dickinson Biosciences) and assistance in its operation is available, by appointment, through the Facility's Manager. Periodic user training on the FACSCalibur is also provided through specialized seminars.

The FACSVantage(Becton-Dickinson Biosciences) is operated only by the Facility Manager. The Manager and Project Director are available to discuss projects and to advise investigators on the applications relevant to their project.

الادوات

FACSCalibur Flow Cytometer

FACSCalibur is a bench top analyzer consisting of Argon, air-cooled laser emitting at 488 nm and 633 nm diode laser. It can provide analyses up to 6 parameters and up to 4-colors.

FACSVantage Flow Cytometer

FACSVantage is a sorter consisting of Helium-Neon (HeNe) air-cooled laser emitting at 633 nm and an Enterprise II, water-cooled laser emitting at both 488 nm and Ultra Violet(UV). It can provide analyses up to 7 parameters and up to 5-colors.

Rules of operations
Rules and Regulations

1. Make an appointment to use the equipment at least one week in advance.

2. Equipment use is limited to a 2-hour period per laboratory per day unless special arrangements are authorized. Users must notify the Facility of any cancellation at least 6 hours in advance. For the FACSVantage, a set-up fee will be charged for a missed appointment.

3. Sign the log Book that is placed adjacent to all instruments.

4. After each session on the FACSCalibur, follow the instrument cleaning procedure.

5. The Principal Investigator of each lab will be responsible for his/her laboratory personnel.

6. Report any problems to the manager as soon as possible.

احتياطات السلامة
أمان

1. Lasers

أ. FACSCaliubr is equipped with Air-cooled Argon laser emitting at 488 nm and a Diode laser emitting at 633 nm. Although the lasers are enclosed, the light may be visible (with difficulty) if the cover is opened. Do not look at the laser light. It can damage your eyes.

ب. FACSVantage is equipped with Enterprise and HeNe water-cooled lasers, which are visible when the instrument is in operation. No one is allowed in the room without the presence of the Facility Manager while the instrument is in operation.


2. Specimens: Depending on the investigator's specimens, one needs to wear an appropriate protective clothing (latex gloves, lab coats, face shield etc.). No materials requiring BL2 should be brought to the Facility. Latex gloves should be used when changing fluids in the FACSCalibur.


Service Schedules and Required forms
FACS Facility Service Charges

FACSCalibur usage: $10.00 per hour

(minimum charge of $10 for each use)

FACSVantage Usage: $20.00 per hour + set-up fee of $20.00 (per day) (1/2 hr. minimum)


شاهد الفيديو: ب د. مها خلف م التدفق الخلوي (قد 2022).


تعليقات:

  1. Harun

    أنصحك بشدة بزيارة الموقع ، الذي يحتوي على الكثير من المعلومات حول الموضوع الذي يثير اهتمامك.

  2. Zackariah

    حقا وكما لم أدرك من قبل

  3. Farnell

    أعتقد أنك مخطئ. اكتب لي في رئيس الوزراء ، وسوف نتواصل.

  4. Balkis

    هذه الرسالة ، مذهلة))) ، أنا أحبها :)

  5. Molner

    س! مثيرة للاهتمام مثيرة للاهتمام.

  6. Kearney

    في هذا كل شيء.

  7. Jock

    في رأيي. انت مخطئ.

  8. Mosho

    يا لها من عبارة جميلة



اكتب رسالة